“撞车”和“追尾”不只发生在公路上，还可能发生在你的身体里，每个细胞中。转录和复制过程亲密接触，不会碰撞出爱的火花，往往产生致命伤害。欲知详情，请看下文……在DNA合成过程中，复制机制必须克服许多障碍，包括紧密结合的DNA-蛋白复合物、非B型DNA结构和干扰复制叉进展的损伤。未能克服这些障碍会导致基因组不稳定，这是癌症和衰老的一个标志。转录复合物是复制叉经常遇到的内源性障碍之一，转录-复制冲突(transcription-replication conflict, TRCs)可诱导DNA复制叉停顿、DNA重组、DNA断裂和突变。因此，TRCs对基因组稳定性构成了潜在威胁。
在大肠杆菌和酿酒酵母中，转录被证实会阻碍复制，从而导致复制叉被抑制；在中国仓鼠细胞的转录单元内诱导基因表达引发了S期依赖性的基因重组事件，这表明转录和复制机制的碰撞也会导致哺乳动物的基因组不稳定；此外，转录后过程（如RNA剪接和核输出）的干扰也会导致DNA断裂。这些研究还表明，在超重组表型与存在缓慢或停滞的复制叉和R-loop之间存在着强烈的联系。R-loop是新生转录物和DNA模板链之间的RNA:DNA杂交双链，而非模板链仍然是单链DNA。R-loop结构中DNA链断裂被认为是由于非模板链DNA处于单链状态，从而被切割或发生重组导致该位置基因组稳定性被破坏。
在人类中，复制叉停滞和DNA断裂形成的基因组区域被称为常见脆弱位点(CFSs)。CFSs是正常细胞同源重组的首选区域，也是致癌转化初始阶段染色体重排的热点区域。许多癌症类型中的缺失边界映射到CFS区域，CFS不稳定性与癌基因的扩增有关。
研究发现大于800kb的人类基因（长基因）转录所需的时间超过一个完整的细胞周期，而它们的转录速度与较小的基因相同，而CFS的不稳定性正是基于这些基因内转录和复制的时空重叠。转录复合物与复制叉的碰撞导致细菌和酵母的遗传不稳定性。为了避免这种碰撞，复制和转录在真核细胞中是时空协调的。然而长基因在G2或M期激活转录，RNA Pol II延伸贯穿G1期，当Pol II转录经过S期时，会遇到一个复制叉。当一个延长的Pol II与一个受干扰的复制叉(包括缓慢的DNA聚合酶)发生碰撞时，稳定的 R-loop 会在受阻的Pol II位点形成，从而促进了与CFS相关的不稳定性。2重复序列（REs）甲基化异常促进R-loop形成并导致基因组畸变人类基因组中分布着大量重复序列（REs），这些序列中的大部分都是生物进化过程中由于感染病毒后残留的基因组，这些重复的DNA通常都处于表达沉默状态。研究发现，这些重复的DNA顺利转录成为RNA就能够在局部形成RNA:DNA杂交双链，而这些异常的R-loop就会导致缺失和插入，从而影响基因组的完整性。位于组蛋白上的甲基化基团发挥识别作用确定基因序列是否能够转录。H3K9是体内甲基化的常见靶点，且重复序列（REs）中H3K9甲基化的存在非常重要。在哺乳动物、昆虫和裂殖酵母中，H3K9甲基化在端粒、中心异染色质和散布的重复序列(REs)处高度富集。当H3K9甲基化缺失时，这些区域就会转录成为RNA，而且不合适的转录往往和插入、缺失以及拷贝数变化直接相关，缺少特殊的组蛋白甲基转移酶（HMTs）会直接导致基因组突变率水平的提高。当细胞中的复制机器被阻断时，不必要的DNA损伤就会产生，而其中一个常见的原因就是复制叉与RNA聚合酶“碰撞”导致的。复制压力和R-loop形成与酵母的复制叉不稳定性和DNA双链断裂(DSB)有关。然而，REs的非程序化转录增强了R-loop，而R-loop反过来又增强了异常结构，其程度可能超出了细胞异常修复的能力。研究表明，H3K9甲基化在全基因组水平上抑制转录的关键作用不是对细胞分化进行编程，而是稳定在高等真核生物基因组中积累的重复序列。
3DNA聚合酶η拯救停滞的复制叉促进染色体重排和易错修复研究发现，单个复制叉可能不稳定，并反复将复制模板切换到异位位点，从而产生多个基因组片段的微同源介导融合。从停止/崩溃的复制叉中重新建立的复制在本质上是有重组倾向的，被拯救出的复制叉可以使用微同源性来切换模板并创建微同源性介导的融合。微同源介导融合是肿瘤基因组重排的一个常见断点特征。考虑到肿瘤细胞中强烈的复制应激，相当比例的微同源介导融合可能来自于被拯救的复制叉。DNA Polη是一个特异的低保真度的DNA聚合酶,可以绕过受损的DNA (跨损伤DNA合成,TLS) 和催化链置换DNA合成（合格的模板切换），在拯救停滞的复制叉上起着至关重要的作用。链置换DNA合成导致多次切换复制模板，造成多个基因组片段的复杂融合；TLS分为无错旁路途径和易错旁路途径，前者在对应损伤的部位插入正确的核苷酸，而后者通常插入错误的核苷酸。在细胞中，易错损伤旁路途径是环境致癌物和其他DNA损伤试剂诱导基因组突变的主要机制，有效控制易错途径将有助于预防肿瘤发生。
4转录-复制冲突定向调节R-loop水平，并激活不同的DNA损伤反应转录和复制之间的冲突是DNA损伤的一个潜在来源。R-loop会增加复制叉进程的障碍，从而加剧这种冲突，并引起DNA断裂和方向特异性DNA损伤反应。意外的是，DNA复制复合体作为R-loop水平的方向依赖性调控器，在共向(co-directional, CD，即复制叉与转录机制向同一方向移动)方向减少了R-loop水平，但在正向(head-on, HO，即两者聚合)方向促进了R-loop形成。在细菌中，HO碰撞是基因组改变的主要原因，导致基因缺失、重组和细胞死亡；CD碰撞可能导致停滞或倒退的聚合酶。与Rloop在HO和CD方向的碰撞都会导致DNA断裂，却以不同的中间体激活不同的信号通路，HO碰撞激活ATR及其下游靶点Chk1、RPA S33和H2AX磷酸化增加, CD碰撞激活ATM及其下游Chk2, KAP1 and RPA S4/8信号。
遗传信息在DNA复制过程中通过染色体复制进行世代保存，由于复制性聚合酶的保真性和通过聚合酶相偶联的校正活性和复制后错配修复(MMR)有效消除复制错误，因此具有很高的准确性。除了正常的的DNA复制外，DNA合成也是各种类型DNA修复的一部分，如核苷酸切除修复、碱基切除修复和双链断裂(DSB)修复。已有研究表明，合成与DNA损伤修复相关的短片段补丁非常容易出错，这使得这些事件成为细胞整体突变率的重要贡献者。“断裂诱导复制(Break induced replication, BIR)”是一种独特的细胞过程，在其持续合成能力、合成速率和复制数百万碱基对的能力方面与正常的DNA复制类似，但它是在双链断裂(DSBs)而不是在复制起点启动的。BIR的DNA合成在复制叉的整个过程中本质上是不准确的，因为在BIR过程中移码诱变的速率比正常复制过程高出2800倍。重要的是，这种高突变率不仅发生在BIR不稳定的DSB附近，也发生在BIR复制叉快速稳定的DSB之外。高水平的DNA聚合酶错误并没有被错误纠正机制完全补偿，这在很大程度上导致了BIR中的诱变，其中Pol δ产生了许多诱变错误。由此推测，BIR在真核细胞中的激活可能对促进癌症和进化中突变积累起重要作用。
6“断裂诱导复制（BIR）”破坏基因组稳定性的分子机制染色体双链断裂（DSB）修复是维持基因组完整性的关键。然而，DSB修复也会通过引起突变和染色体重排来破坏基因组的稳定性，这是致癌和遗传性疾病的驱动力。断裂诱导复制(Break induced replication, BIR)是DSB修复途径中易发生遗传不稳定性的途径之一。BIR的过程是将一个断裂的末端侵入到一个同源DNA序列中，然后进行复制，从一个供体分子中复制数百万碱基对的DNA，一直复制到端粒。由于BIR促进了突变、杂合性的缺失、易位和拷贝数的变化，这些都是致癌的标志，因此修复的染色体对细胞来说代价很大。研究表明，断裂诱导复制的机制与s期复制明显不同，因为它通过一个不寻常的泡状复制叉进行，导致新的遗传物质的保守遗传（全保留复制）。这种依赖于PIF1解旋酶的非典型DNA复制模式，是BIR相关突变急剧增加的原因。这是一种非常强大的DNA合成方式，这种合成可以发生于整条染色体臂，而不只是一些合成短片段。断裂诱导的复制泡有一段长的单链DNA尾巴，这一单链尾巴可通过逃避其他修复机制快速检测及纠正DNA合成中错误，由此累积突变。这种气泡样的DNA复制模式可以在不分裂细胞中运作，因此这种复制有可能是癌症形成的一条潜在途径。
7BIR可能是kataegis局部超突变现象的主要来源癌症中（最初在乳腺癌中发现）一种独特的体细胞突变机制——“kataegis”模式。即，在基因组一个小范围的区域内，短时间内会发生大量的基因突变。这与体细胞突变中通常“循序渐进”的方式大相径庭，这种突变的频率与密度，犹如“疾风骤雨”，因此，该模式以“kataegis”（希腊语“暴风雨”的意思）命名。Kataegis突变机制是科学家们近年来发现的一种现象，它是在基因组热点区域发生的多个突变簇。Kataegis在乳腺癌中十分常见，在97个乳腺癌基因组中，55%表现出kataegis。这种密集出现的突变可能出现在某个时间点，而不是随着癌症进展，分步积累出现的。通过分析kataegis突变位点的分布情况，发现这些体细胞突变多发生在8、17、22号染色体上，并且这些位点集中在基因区和活性染色质区域。研究发现17号和22号染色体上的kataegis与低肿瘤侵袭性相关，也就是说，kataegis可以作为更好的乳腺癌良好预后标志物。
研究发现，BIR为APOBEC3A（A3A）胞苷脱氨酶创造了一种有效的底物，可以促进BIR整个轨道上突变簇的形成。A3A在人类细胞中的主要功能是通过mRNA和ssDNA的脱氨来抑制病毒感染。然而，除了攻击病毒遗传物质外，APOBEC酶还可以攻击人类ssDNA，引起可能致癌发展的突变。此外，尿嘧啶糖基化酶在BIR背景下启动A3A诱导的DNA损伤旁路而不形成碱基替换，但这一途径常常导致染色体重排。由此表明，BIR可能是kataegis局部超突变的主要来源。
细胞中转录和DNA复制的频繁发生，使转录和复制机制发生了许多冲突。而复制机制如何沿着被RNA聚合酶占据的DNA分子进行是一个古老的问题。癌基因通常调节细胞分裂、细胞分化和/或细胞死亡。由于复制压力和基因组不稳定性是癌细胞的特征，这些致癌基因可能会增加转录复制冲突的发生率，这可能是基因组不稳定性的重要来源，也是癌细胞高突变率的内因之一。1. Hastings, Philip. (2010). Mechanisms of Ectopic Gene Conversion. Genes. 1. 427-439. 10.3390/genes1030427.2. Nik-Zainal, Serena & Alexandrov, Ludmil & Wedge, David & Loo, Peter & Greenman, Christopher & Raine, Keiran & Jones, David & Hinton, Jonathan & Marshall, John & Stebbings, Lucy & Menzies, Andrew & Martin, Sancha & Leung, Kenric & Chen, Lina & Leroy, Catherine & Ramakrishna, Manasa & Rance, Richard & Lau, King & Mudie, Laura & Stratton, Michael. (2012). Mutational Processes Molding the Genomes of 21 Breast Cancers. Cell. 149. 979-93. 10.1016/j.cell.2012.04.024.3. D'Antonio, Matteo & Tamayo, Pablo & Mesirov, Jill P & Frazer, Kelly. (2016). Kataegis Expression Signature in Breast Cancer Is Associated with Late Onset, Better Prognosis, and Higher HER2 Levels. Cell Reports. 16. 10.1016/j.celrep.2016.06.026.4. García-Muse, Tatiana & Aguilera, Andrés. (2016). Transcription–replication conflicts: how they occur and how they are resolved. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 17. 10.1038/nrm.2016.88.5. Zeller, Peter & Padeken, Jan & Schendel, Robin & Kalck, Veronique & Tijsterman, Marcel & Gasser, Susan. (2016). Histone H3K9 methylation is dispensable for Caenorhabditis elegans development but suppresses RNA:DNA hybrid-associated repeat instability. Nature Genetics. 48. 10.1038/ng.3672.6. Watanabe, Takaaki & Marotta, Michael & Suzuki, Ryusuke & Diede, Scott & Tapscott, Stephen & Niida, Atsushi & Chen, Xiongfong & Mouakkad, Lila & Kondratova, Anna & Giuliano, Armando & Orsulic, Sandra & Tanaka, Hisashi. (2017). Impediment of Replication Forks by Long Non-coding RNA Provokes Chromosomal Rearrangements by Error-Prone Restart. Cell Reports. 21. 2223-2235. 10.1016/j.celrep.2017.10.103.7. Elango, Rajula & Osia, Beth & Harcy, Victoria & Malc, Ewa & Mieczkowski, Piotr & Roberts, Steven & Malkova, Anna. (2019). Repair of base damage within break-induced replication intermediates promotes kataegis associated with chromosome rearrangements. Nucleic acids research. 47. 10.1093/nar/gkz651.8. Deem, Angela & Keszthelyi, Andrea & Blackgrove, Tiffany & Vayl, Alexandra & Coffey, Barbara & Mathur, Ruchi & Chabes, Andrei & Malkova, Anna. (2011). Break-Induced Replication Is Highly Inaccurate. PLoS biology. 9. e1000594. 10.1371/journal.pbio.1000594.9. Saini, Natalie & Ramakrishnan, Sreejith & Elango, Rajula & Ayyar, Sandeep & Zhang, yu & Deem, Angela & Ira, Grzegorz & Haber, James & Lobachev, Kirill & Malkova, Anna. (2013). Migrating bubble during break-induced replication drives conservative DNA synthesis. Nature. 502. 10.1038/nature12584.10. Helmrich, Anne & Ballarino, Monica & Tora, Làszlò. (2011). Collisions between Replication and Transcription Complexes Cause Common Fragile Site Instability at the Longest Human Genes. Molecular cell. 44. 966-77. 10.1016/j.molcel.2011.10.013.11. Hamperl, Stephan & Bocek, Michael & Saldivar, Joshua & Swigut, Tomek & Cimprich, Karlene. (2017). Transcription-Replication Conflict Orientation Modulates R-Loop Levels and Activates Distinct DNA Damage Responses. Cell. 170. 774-786.e19. 10.1016/j.cell.2017.07.043.