iMeta | 中农李季组揭示有机农业长期定位试验番茄微生物组结构

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长期定位试验：有机和常规种植模式下番茄微生物

https://doi.org/10.1002/imt2.48

COMMENTARY

●2022年8月19日，中国农业大学资源与环境学院李季团队在iMeta在线发表了题为“Tomato Microbiome under Long-term Organic and Conventional Farming ”的文章。

● 该研究发现种植模式对番茄内生细菌群落变化的影响有限，器官生态位是内生细菌群落变化的主要驱动力，有机温室中番茄微生物组的复杂程度高于常规温室，并且变形菌门、厚壁菌门是番茄内生菌中的优势物种。

●  第一作者：张泽宇、肖扬

● 通讯作者：李季([e-mail])

●  其他作者：詹亚斌、张增强、刘邮洲、魏雨泉、许艇

●  主要单位：中国农业大学资源与环境学院、中国农业大学水利与土木工程学院、西北农林科技大学资源与环境学院、江苏省农科院植物保护研究所

亮   点

● 种植模式对番茄内生细菌群落变化的影响有限，器官生态位是内生细菌群落变化的主要驱动力

● 有机温室中番茄内生细菌比常规温室番茄内生细菌具有更复杂的共现性网络，根部细菌比茎部细菌具有更复杂的共现网络

● 根据分离培养发现：变形菌门（Proteobacteria）和厚壁菌门（Firmicutes）是番茄内生菌中的优势门，有机种植模式下芽孢杆菌（Bacillus）在有温室中更为普遍

摘   要

番茄由于其良好的经济效益在全世界具有广泛的种植面积，但是病虫害问题一直制约着番茄产业的发展。有机农业作为一种新型的替代型农业，在生产中常通过施用有机肥提高番茄果实的产量及品质。有机肥中的有益微生物对于抑制土传病害发挥了重要作用。利用微生物组防控病害成为一种理想的手段，在番茄根际、根表以及植株体内生活着大量的细菌、真菌和放线菌，这些微生物组成了一个复杂的微生态系统，它们与宿主协同进化，在促进植物生长、抵御病虫害侵染、增强寄主对环境胁迫的抗性方面具有重要作用。内生细菌在植物体内的定殖和发展受到多种因素的影响，如温度、湿度、土壤肥力、原始微生物、植物生长周期等因素。然而在长期定位试验条件下环境因素对番茄细菌群落结构的影响尚不明晰。本研究在长期定位试验的基础上，通过16S 扩增子测序和分离培养技术比较了不同种植模式下番茄内生细菌的群落结构。结果表明与种植模式相比，器官生态位对内生细菌群落的影响更为显著。网络分析表明有机温室中番茄微生物组的复杂程度高于常规温室；根部微生物组的复杂程度高于茎部，同时根据分离培养的结果发现变形菌门（Proteobacteria）、厚壁菌门（Firmicutes）是番茄内生菌中的优势物种。本研究有助于全面了解温室农业生态系统中番茄细菌群落，并为挖掘农业生产中的有益微生物提供了理论指导。

视频解读

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全文解读

引  言

2014年中国温室蔬菜产量呈爆发式增长，单产2.6亿吨，占世界蔬菜总产量的35%，番茄（Solanum lycopersicum L.）作为重要的经济蔬菜作物，在2019年产量达到5500万吨[1]。有机农业生产不使用人工合成的化学产品，在绿色循环的基础上以生态方式运行，具有良好的生态服务功能，以生物肥料代替农药或化肥，减少对环境的不利影响，提高农业系统的可持续性[2,3]。

研究发现植物根际促生菌（PGPR）与植物健康之间关系密切，植物微生物组常被称为植物第二基因组[4]，对于增强植物营养代谢以及对生物胁迫的抵抗力具有重要作用。番茄各个器官生态位（如根、茎、叶、花和果实）复含多种微生物，包括细菌、真菌、古菌和原生生物等。与寄主植物形成“共生整体”，相互作用并共同进化[5,6]。植物微生物组在植物生长发育、养分吸收、生物和非生物胁迫抗性等方面发挥着重要作用[7]。内生菌通常在寄主植物体内完成其整个生命周期，并且不会引起病害症状。但是，它们的增殖可能会受到寄主植物和生长环境的影响[8]。此外，植物细菌还可以通过直接促进植物生长或产生抗生素等方式保护植物[9,10]。

已有研究表明土壤和植物微生物组的群落结构受到多种因素影响，包括植物遗传因子、生长发育期、土壤理化性质[11,12]。植物相关菌群中大部分可被用于制造生物肥料[13]，这说明植物相关菌群对挖掘生物防治作物病害的潜在有益菌群具有重要意义[14]。近年来，独立栽培的方法，尤其是宏基因组学方法，已经可以全面分析不同类型植物的细菌多样性，包括农艺作物、双子叶植物和草本植物[7,9,14,15]。然而，以往对微生物的研究多集中在根际土壤细菌数量和群落多样性上，而对长期温室动态追踪下根和茎的细菌群落知之甚少。探索不同生态位的内生菌群落将有助于探索不同生态位的选择性适应机制，识别潜在的生物控制或促进农业生产的候选微生物[16,17]。

基于此，本研究主要目的是：（1）根据自2002年以来的长期定位试验，探究宿主（器官生态位）和种植模式（有机种植模式或常规种植模式）对番茄内生微生物组结构的影响。（2）分离培养番茄内生细菌。本研究将有助于全面了解温室农业生态系统中番茄内生细菌群落结构，并为有益微生物类群服务于农业生产提供指导意义。

方  法

温室试验与样品采集

自2002年以来，我们在河北省曲周县（36°52′N，115°01′E）进行了长期定位试验。本实验包括有机（ORG）和常规（CON）温室（每个温室长52 m，宽7 m），如图1 A所示。在同一生长时期，所有处理的作物品种、灌溉模式、以及耕作方案均相同，先前的研究详细记录了每个温室的农业管理模式[40]。有机种植模式（ORG）是根据国际有机农业运动联盟（IFOAM）的指南进行，利用鸡粪和牛粪制成堆肥，利用生物防治（如用粘黄纸夹和蚊帐防治病虫害、用机械清除病株、用垄作防治病株、用机械覆膜抑制杂草等）保护植物。常规种植模式（CON）使用化肥、杀虫剂和当地畜禽粪便堆肥进行温室生产[41,42]。

供试番茄（Solanum lycopersicum cultivar “Money Marker”）在四个采样时期（即幼苗期、开花期、结果期和收获期）对有机和常规温室中番茄的根部和茎部分别进行取样。每个处理设置5个重复，因此总共采集了40个根部样品和40个茎部样品。

土壤化学性质测试

采用pH计（PHS-3C，中国）对土壤pH值的测试，土壤与水的比例为1:5。元素分析仪用于测量土壤的全氮和有机质含量（Vario EL III-Elementer，德国），NH4+-N由流动分析仪（AutoAnalyzer3，中国）进行测量。利用Excel（v.2019）记录并整理土壤化学性质，利用SPSS（v.19）进行方差分析（ANOVA）。

DNA提取和16S rRNA基因扩增

植物样本在Diagenode Bioruptor中以低频率聚合，以物理去除微小的土壤团聚体和附着的微生物，所有样本在冰上冷冻，然后在-80℃进一步存储。依据前文的方法进行表面消毒[45,46]。植物样品DNA的提取及纯化所用试剂盒为Fast DNA Spin Kit for Soil（MP, Biomedicals, Santa Ana, Carlsbad, CA, 美国）。采用细菌16S rRNA基因的通用引物799F（5′-GTGCCAGCMGCCGCGGTAA-3′）和1193R （5′-CCCCGYCAATTCMTTTRAGT-3′）[47]。所用引物由上海生工生物技术有限公司合成。其反应体系为 Takara Mix 12.5 μL，799F-BarX（2 μm）2 μL，1193R-BarX（2 μM）2 μL，稀释50倍全基因组DNA模板1 μl，最后加灭菌双蒸水35 μL。PCR 扩增程序如下：94℃ 2 min; 94℃ 30s; 55℃ 30 s; 72℃ 1 min共25个循环，最后72℃ 延伸5 min。采用1%的琼脂糖凝胶电泳法（120V，1×TAE, 25 min) 检测扩增的PCR产物，确定PCR产物的浓度，根据测序所需量将具有不同Barcode的产物按所需量混均；然后用E.Z.N.A. Gel Extraction Kit（OMEGA）纯化试剂盒进行胶纯化，最后用洗脱液定容至180 μL，用Nanodrop仪器测定纯化后DNA浓度。将具有不同Barcode的纯化后DNA按测序所需量混合建立文库，送交广州美格生物科技有限公司进行高通量测序。

生物信息学和统计分析

利用Usearch和Vsearch对原始数据进行前序处理，主要包括：切除引物与质控、去冗余、降噪和生成可操作分类单元（OTUs），并结合RDP数据库去除嵌合体和生成物种注释信息，同时剔除掉其中来自植物质体的低质量序列。对所有样本随机抽样标准化后，利用Usearch软件生成6种α多样性指数（Richness，Shannon，Chao1，Simpson，Invsimpson，ACE），并用Kruskal-Wallis 检验、Tukey HSD多重比较分析各因子对α多样性的影响；基于Bray-Curtis距离和非参数多元方差分析（ANODIS）评价各因子对 β-多样性的影响，并进行非度量多维尺度分析（Non-metric multidimensional scaling, NMDS）；使用线性判别分析（Linear discriminant analysis effect size, LefSe）检验各个处理富集的微生物类别；使用R 4.3.0对不同处理的差异OTU进行分析；使用Cytoscape（v 3.8.0）的内置软件CoNet（ensemble-based）对平均相对丰度≥ 0.01%且出现频率≥ 30%的OTUs构建微生物共现性网络并利用Gephi（v 0.9.2）进行可视化。涉及到的显著性检验均使FDR校正P值，FDR≤ 0.05 认为P值可信。根据OTU表采用PICRUSt2（http://picrust.github.io/picrust/）对获取的16S rRNA基因序列在KEGG数据库（kyoto encyclopedia of genes and genomes，http://www.genome.jp/kegg/）中进行细菌群落潜在代谢通路预测。

番茄内生菌分离

将田间采集并经过灭菌处理好的番茄植株样品在超净工作台中并用灭菌的剪刀剪成1-2 cm的碎块，将1 g植株碎块用灭菌小汤匙转移入灭菌的研钵中，加入少许灭菌的磷酸缓冲液5 mL在研钵中研磨几分钟，将1 g碎后的番茄根、茎样品溶于10 mL无菌水中，并按10~10-3的稀释倍数制备植物组织稀释液，取梯度稀释至10-3稀释液100 μL用涂布棒涂布均匀，每个样品涂布3个重复平板，在28℃培养箱培养7 d左右，观察菌落形态并计数。培养后统计所分离菌株的菌落形成单位（Colony forming unit, CFU）。提取的细菌DNA并经过NanoDrop 2000进行质量检测后，以所提取的细菌基因组为模板，用细菌16S rDNA的特异引物27F/1492R 进行PCR扩增反应，PCR程序如下：反应体系50 μL：（Takara mix 25 μL,27F 2 μL,1492R 2 μL, DNA 1 μL, dd H2O 20 μL）PCR扩增程序如下：94℃ 2 min; 94℃ 30 s; 55℃ 30 s; 72℃ 1min共25个循环，最后72℃延伸5 min。产物经过1%琼脂糖凝胶电泳检测，纯化后送交上海生工生物技术有限公司进行测序鉴定。测序结果先用BioEdit和DNAMAN软件去掉测序峰杂乱的前端序列后，在NCBI网站上利用BLAST与细菌和古菌的16S rDNA序列数据库中的序列进行比对，并经MUSCLE比对后使用MEGA-X基于最大似然法（Maximum likelihood, ML）构建进化树（Bootstrap设置为1000次）。用灭菌后的PBST缓冲液（Na2HPO4 1.42 g/L; KH2PO4 0.24 g/L; NaCl 8 g/L; KCl 0.2 g/L; 0.01% Triton X-100, pH 7.4），在30˚C条件下振荡（180 rpm）1 h。继续清洗根和茎，在4˚C, 1000 rpm进行离心，去除所有污垢颗粒，尽可能去除附生细菌。然后将干净的根和茎切成小块，收集整个植物系统的典型根组织亚样本，包括新鲜的根和较老的根组织，并用于细菌分离。所有细菌均采用Picking colonies的方法进行分离，随机选取每个分离物进行Sanger测序分析，用BLASTn1对序列读段进行比对，确定最接近的匹配。

结  果

番茄不同发育阶段土壤理化性质及番茄细菌物种组成

对番茄整个生育期温室土壤pH、有机质、总氮和NH4+-N含量等理化性质进行测定。结果表明：土壤pH值范围为7.23至7.43。有机温室和常规温室的土壤总氮含量均增加，但有机温室的总氮含量高于常规温室（Student's t-test，P < 0.01）。土壤NH4+-N含量与总氮含量变化呈现相似趋势，土壤NH4+-N含量随着植物生育期而增加（Student's t-test, P < 0.001），其中有机温室NH4+-N含量高于常规温室（Student's t-test, P < 0.01)。有机温室有机质含量从54.31 g/kg下降到33.85 g/kg；常规温室有机质含量从50.44 g/kg下降到29.65 g/kg（Student's t-test，p < 0.01）。经过与参考数据库进行比对与注释，共获得了648个OTUs，2,014,992条高质量的非质体序列。结果表明番茄内生细菌主要分为10个菌门，在门水平上变形菌门Proteobacteria丰度最高（40.63% ± 2.68），其次是厚壁菌门Firmicutes（21.76% ± 1.66）、放线菌门Actinobacteria（20.3% ± 3.62）和拟杆菌门Bacteroidetes（8.7% ± 4.45）；（图1 E）。属水平上的优势属为Weissella、Bacillus、Mesorhizobium和Chryseobacterium.sp。在根内生菌群落中，Firmicutes的丰度呈现下降趋势，Proteobacteria的丰度显著增加（图S3），茎内生菌群落中也出现了类似的现象：Arthrobacter.sp，Rhizobium.sp的相对丰度逐渐增加，而芽孢杆菌（Bacillus.sp）在作物生长后期急剧下降。

图1  试验设计、番茄根茎土壤化学性质及微生物分类群

(A) 试验设计 (B-D) 植物生长4个阶段(T1-T4)土壤主要化学性质的差异，包括：(B) 土壤全氮，(C) 土壤NH4+-N和 (D) 土壤有机含量，“**”表示显著(P < 0.01)；(E) 门水平田间内生微生物组组成的变化

与农业系统相比，植物器官对番茄微生物组组成的影响更显著

器官生态位对细菌α多样性（香农指数）影响显著，根中细菌的香农指数高于茎中细菌，但是在不同种植模式之间细菌α多样性（香农指数）没有差异。基于Bray-Curtis距离的ADONIS分析的结果表明，有机温室细菌群落的变化来源于生态位的差异（R2 = 0.076，P = 0.001；图2 D）。此外常规温室也发现了类似的结果，其中微生物群落的变化主要由生态位的差异导致（R2 = 0.056，P = 0.021；图2 E/F）。非度量多维尺度（NMDS）的结果发现番茄内生菌群落在4个作物生长时期被显著分离（R2=0.106，P = 0.002）。相较于常规农业，有机农业内生菌群落在根部与茎部均没有出现显著性差异（R2 = 0.04，P = 0.135 和 R2 = 0.02，P = 0.59；图2H/I）。

图2 番茄微生物群多样性

(A)不同的农业种植模式(ORG;CON)；(B)不同的器官生态位；(C)不同的生长阶段。(D-I)基于Bray-Curtis距离的内生细菌群落非度量多维标度(NMDS)排序分析。(D)：所有样品；(E, F)各生态位。(E)有机耕作系统的根和茎。(F)常规耕作系统的根和茎。(G)不同生长阶段。(H, I)各农业耕作系统中相同部位。(H)不同种植模式下根内生菌。(I)不同种植模式下茎内生菌。CONR：常规系统根内生菌，CONS：常规系统茎内生菌，ORGR:有机系统根内生菌，有机系统茎内生菌

不同农业系统中内生细菌标识物和潜在功能分析

LEfSe分析发现黄杆菌（Flavobacterium）、鞘氨醇单胞菌（Sphingomonadales）、黄藻（Xanthomnadaccae）和根瘤菌（Rhizobiom）在有机温室番茄根中被显著富集，而拟杆菌（Bacteriodes）在常规温室番茄根中被显著富集。有机温室番茄茎中富含肠杆菌（Enterobacteriaceae），常规温室茎中富含棒状杆菌（Corynbacterium）；（图3 A/B）。通过对进行16S测序结果进行潜在功能预测分析，结果表明：番茄内生细菌代谢功能组主要包括脂质代谢（lipid metabolism）、信号转导（signal transduction）等4大类（占总数75% 以上），而且有机、常规番茄内生细菌功能几乎没有差异，但是番茄根部内生细菌能量代谢（energy metabolism）的相对丰度（3.8%）显著高于番茄茎中能量代谢功能组的相对丰度（0.8%）；（图3 C/D）。

图3 LEfSe分析

不同处理的有机(A)和常规处理(B)的生物标志物。不同的颜色代表不同的处理，从内到外的圆圈分别对应门和属。Kruskal-Wallistest分析表明，在处理中具有颜色节点的类群具有显著较高的相对丰度(P< 0.05)和LDA值>3.5。不包括相对丰度小于0.1%的分类群。(C)基于Welch’s-t检验，KEGG类别(L2水平)在根和茎之间存在显著差异。(D)KEGG类别(L2水平)在ORG和CON之间存在显著差异

不同处理下番茄内生菌网络共线性分析

为了探究有机温室和生态位选择对番茄内生菌群落的影响，番茄的生长阶段并不是我们考虑的主要因素。因此，我们通过构建4个处理下（CONR、CONS、ORGR、ORGS）内生细菌的共现性网络（图4 A-D），共现性网络的特征参数如表 2所示，按照拓扑角色划分的关键菌群如表 S2所示。4种处理的网络细菌分类群组成无显著差异，大部分节点分别属于变形菌门（Proteobacteria）、厚壁菌门（Firmicutes）、拟杆菌门（Bacteroidetes）和放线菌门（Actinobacteria）。相较于常规温室，有机温室具有更加复杂的微生物网络。有机温室处理中根、茎的平均连通性（average connectivity degree）分别为30.172和6.215，而常规温室根、茎平均连通性分别为19.415和5.893。所有Zi≥2.5或Pi≥0.62的节点被定义为关键物种，即Connectors（0.24%）、Module hub（0.65%）和Network hub（0%）区域的节点在共发生网络中起关键作用。其中，变形菌门（Proteobacteria），如Rhizobiaceae, Enterobacteriaceae, Sphingomonadaceae, Pseudomonadaceae、拟杆菌门（Bacteroidetes）如Sphingobacteriaceae和放线菌门（Actinobacteria）如Anaerolinea的连通器（connectors）和模块枢纽（module hubs）分别占85%、1%和0.5%（如表 S3）。RDA分析表明，土壤全氮（TN）被认为是导致番茄内生细菌群落变化的主要驱动因素（图 4F）。

图4  不同处理下微生物共发生的可视化网络

(A) CONR，(B) CONS，(C) ROGR，(D) ORGS。(E) Zi-Pi图显示了不同处理下OTUs的拓扑角色分布。(F)细菌群落、土壤化学性质和种植模式之间的关系。采用正向选择法对细菌群落(属水平)与关键因子的相关性进行冗余分析(RDA)。红色的线代表显著的因素，蓝色的线代表属水平

为了进一步表征番茄微生物群落对生态位的选择效应，我们基于共现性网络分析鉴定出的与番茄总氮相关的关键功能菌群，构建了微生物网络（图5 A/B）。根系细菌比茎部细菌更有利于土壤有机质的形成。网络复杂程度由根向茎逐渐降低（average degree：根5.59，茎4.30）；（见表 S4）。结果还表明，大部分节点（99.11%）位于外围区域（peripheral region），它们的连接主要连接到模块内的节点，同时，连接器（1.8%）、模块枢纽（2.2%）和网络枢纽（0%）区域的节点在该网络中发挥着关键作用。

图5  相关网络显示了土壤理化与关键微生物菌群之间的相互作用模式

(A)根和(B)茎的细菌群落相对发生率为>20%，相对丰度为>0.01%，相关性“|r| >0.6, P<0.05”。红线和绿线分别表示显著的正相关和负相关(P<0.05)。(C) Zi-Pi图反映了不同生态位OTU的拓扑角色分布。

可培养番茄内生细菌多样性

通过稀释涂布平板法在R2A培养基平板上分离培养有机、常规种植模式下番茄根部、茎部分离的内生细菌，选择合适稀释梯度的CFU计数并计算每克番茄植株样品中的内生细菌数量。番茄样品中内生细菌的数量约为Log104-6CFU/g.FW，在不同的生育时期，番茄样品内生细菌数量是动态变化的。从苗期、花期，再到结果期，内生细菌数量逐渐增多，在结果期，番茄内生细菌数量达到峰值：数量为Log107-8CFU/g.FW，随后逐渐降低到Log105-6CFU/g.FW。且根部内生细菌的数量多于茎部；从种植模式来看，只有在个别时期（苗期和结果期）有机种植模式下内生细菌的数量高于常规种植模式（P< 0.05, One-way ANOVA）,其余时期二者之间的数量没有差异。

用R2A培养基分离得到的内生细菌经过纯化培养后，根据菌株的形态特征，如大小、形状、颜色、边缘整齐度、透明情况和有无凸起等外观形态进行划分，本次试验经分离共得到663株内生细菌，再经过16S rDNA序列扩增测序及各采样时期内生细菌数量分布（CFU/g.fw）。经过与NCBI数据库的比对,将序列相似度为100%的菌株归为1类，最终663株细菌去冗余后，共获得60株菌，60株内生分离细菌的系统发育分析结果见图6 B，分析发现分离菌株归为2个门：分别为变形菌门（Proteobacteria）和厚壁菌门（Firmicutes）。Proteobacteria中内生细菌多为Paraburkholderia，Corticimicrobacter，Enterobacter，Peuudomonas.sp，Firmicutes中内生细菌多均为Bacillus.sp。

图6 不同处理中番茄内生细菌的分离数量和系统发育关系

(A)不同处理中番茄内生细菌的分离数量。(B)可培养内生细菌的分类进化树

讨  论

生态位和农业制度对番茄内生微生物群落的影响

在这项研究中，温室调查显示，番茄内生微生物组的组装主要收到器官的生态位驱动，而且肥料施用几乎对内生细菌群落结构没有影响。许多研究表明，植物微生物组成受到遗传和器官生态位等宿主选择的影响较大，而收到环境因素（肥料施用、耕作制度）的影响有限[18]。内生细菌的多样性低于根和土壤中细菌的多样性，可能是因为宿主的选择性效应对微生物有过滤作用[19]。内生细菌对环境不敏感，但根际土壤细菌在植物发育过程中波动明显，可能是因为根分泌物分布的变化对根际土壤微生物群生长期的影响更明显[20]。Han等（2020）[20,21]研究发现不同器官生态位之间番茄细菌群落结构存在较大差异。宿主选择效应从土壤到附生菌、再到内生菌依次增加。内生菌要成功地定殖于植物内，需要克服宿主体内免疫和应对非生物胁迫的能力。在甘蔗[22]、水稻[23]、玉米[24]相关微生物组观察到类似结果。也就是说，器官生态位对内生菌的构成起着决定性作用[25]。Xia等[26]揭示了宿主和环境因子对玉米[27]、小麦[28]和大麦[29]微生物群落构建的相对贡献程度，证实了作物微生物群落构建主要由生位和宿主物种决定，而位置（以及与生境相关的土壤和气候因子）或施肥措施对其影响不大。

番茄内生细菌微生物群的组装与维持

本研究揭示了不同农业种植模式中细菌群落的网络共现性模式，有机体系建立了比传统实践更复杂的网络，并且在两种农业种植模式中，根中内生细菌网络都比茎中的网络更复杂。此外，对土壤化学性质的网络相关性分析表明，有机物对细菌群落的正面和负面影响分别占50%，而TN在根和茎中分别占40.4%和59.6%，与土壤微生物组研究相似。Owens S. M等[30]人发现总氮几乎占100%的积极作用（图5），突出了总氮在驱动细菌群落组成和功能中的重要性。此外，KEGG分类（L2级）表明，茎生态位微生物群落的氨基酸代谢显着高于根，而信号转导、能量代谢、辅因子和维生素代谢低于根，与根相比，这些结果可能导致茎细菌群落对土壤有机含量的影响较小[31,32]。此外，土壤总氮含量对于内生菌生物群落的塑造作用更为重要[33]。

番茄微生物群的关键物种

根据Lefse分析，在不同处理的属水平上鉴定出若干生物标志物。结果表明，Bacillales在有机番茄中富集，而Enterobacteriales和Actinobacteria在常规番茄中富集（LDA > 3.5, P < 0.05, 图 3A/B）。相较于有机和传统种植模式，本研究中根与茎中内生细菌分类学差异更多（图 S4）。Zhao等人[34]发现植物根系吸收了较高比例的变形菌（Proteobacteria）和拟杆菌（Bacteroides），它们在调节营养摄入[35]、抑制病原菌[36]和植物对胁迫的耐受性[37]中发挥关键作用。此外，根和茎间生态位的KEGG代谢途径（L2水平）差异不显著（图3C）。番茄根系微生物通过调控氨基酸代谢、碳水化合物代谢功能等特定代谢途径来响应环境胁迫，信号转导活性显著提高，从而增加对逆境环境[38]的抗性。本研究表明，器官生态位是内生细菌和根微生物群形成的关键因素。可培养分离进一步表明，优势类群多属于变形菌门（Proteobacteria）和厚壁菌门（Firmicutes），生物防治菌群多属于该门，已有研究表明其对土传病害[39]具有拮抗作用。

结  论

本文综合分析了器官生态位和种植模式对番茄内生微生物组合的相对贡献。结果表明，器官生态位可以驱动番茄内生细菌群落结构的变化，而农业种植模式对番茄内生细菌群落结构的影响较小。有机处理重塑了微生物共现性网络，形成了比传统处理更复杂的网络。此外，根内生细菌网络比茎内生细菌网络更复杂。茎中微生物群落的氨基酸代谢显著高于根，而信号转导、能量代谢、辅助因子和维生素代谢均低于根。变形菌门（Proteobacteria）和厚壁菌门（Firmicutes）是可培养内生细菌的优势类群，芽孢杆菌（Bacillus）在有机耕作模式中更为丰富。综上所述，本研究为温室条件下番茄内生细菌群落的构成与演变提供了一个全面的解析，这些研究将为番茄农业生产中利用有益菌提供重要理论支持。

引文格式：

Zhang, Zeyu, Yang SeanXiao, Yabin Zhan, Zengqiang Zhang, Youzhou Liu,Yuquan Wei, Ting Xu, and Ji Li. 2022.“Tomatomicrobiome under long‐term organic andconventional farming.”iMeta. e48

作者简介

张泽宇（第一作者）

●  中国农业大学生态学博士

●  研究方向为堆肥产品高值化研究。相关学术成果已发表于iMeta、Fritioners in Microbiology等期刊

肖扬（第一作者）

● 中国农业大学水利水电工程。相关学术成果已发表与iMeta、Frontiers in Plant Science、江苏农业科学等期刊。

李季（通讯作者）

● 中国农业大学教授，博士生导师

● 研究方向为生态工程与有机废弃物处理、有机农业。已在Ecotoxicology and environmental safety、Analytical Methods、Compost Science & Utilization、Waste Biomass Valor、iMeta等期刊发表学术论文40余篇，主持十三五”国家重点研发计划、十二五”支撑计划项目、国家“十一五”支撑计划项目、农业部“948”引进项目、北京市科委重点项目等，相关成果获得11项出版著作、32项授权专利

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期刊简介

“iMeta” 是由威立、肠菌分会和本领域数百位华人科学家合作出版的开放获取期刊，主编由中科院微生物所刘双江研究员和荷兰格罗宁根大学傅静远教授担任。目的是发表原创研究、方法和综述以促进宏基因组学、微生物组和生物信息学发展。目标是发表前10%(IF > 15)的高影响力论文。期刊特色包括视频投稿、可重复分析、图片打磨、青年编委、前3年免出版费、50万用户的社交媒体宣传等。2022年2月正式创刊发行！

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