Cell丨张明杰组破解突触的建立与可塑性调节的机制——温文玉解读

BioArt按

 

突触是神经元间发生信息传递的连接点，具有高度动态性，故而在分子层面研究突触的形成及调控机制非常困难。香港科技大学张明杰教授课题组长期从事神经信号传递过程中关键支架蛋白结构与功能相关研究，2016年，他们在Cell上报道了突触后致密区（PSD）中高丰度表达的两个蛋白PSD-95与SynGAP在体外较高浓度下可以发生液-液相分离，为脑科学领域长期存在的关于PSD形成的问题提供了一个可能的答案。不过，关于突触的形成、维持与动态调节机制，仍然存在许多疑问。张明杰教授课题组最新发表在Cell的工作为解答上述问题提供了重要的理论支撑。为了让读者更好的了解相关工作的重要意义，BioArt特别邀请了长期从事神经结构生物学研究的温文玉老师（张明杰教授过去的博士，现为复旦大学生物医学研究院PI）对该工作进行了深度解读。

撰文丨温文玉（复旦大学生物医学研究院  研究员） 

责编丨迦    溆

突触。图片源自：https://www.neuroscientificallychallenged.com/glossary/synapse/

现代神经科学的一个研究热点是探索人类大脑中近千亿不同类型的神经元如何连接，追踪神经信号传递的路径，以期绘制完整的脑神经环路——这就是席卷全球的“脑连接图谱”计划。脑图谱计划的实施无疑已为，并将持续为我们理解大脑的生理及病理机制提供重要的理论基础。然而可以预计的是，该计划的完成并无法解答所有的神经科学问题，其中一个原因在于，神经环路并不像电脑环路一样是静止的、通过简单的线性连接构成。突触——神经元间发生信息传递的连接点，是高度动态的。

突触的概念最早于120年前被Charles Sherrington提出, 随后一直是神经科学研究的重点。经过上百年的研究，尽管突触的化学组成、形态、动态特性及基本功能机理均已大致清楚，然而由于突触的一些特性，在分子层面研究其形成及调控机制非常困难，主要原因主要包括以下几个方面：

01

数目众多，形态各异。每个神经元可以有多至上万个突触，但大脑中很难找到两个完全一样的突触，意味着突触并不是由简单的重复结构单元组成；

02

突触是高度区室化、自我组装的亚微米尺度的微反应器（图1A）【1】。区室中的蛋白组分决定突触的性质，如兴奋性或抑制性。以兴奋性突触为例，每个突触都包含一层蛋白质高度聚集的区室——突触后致密区（postsynaptic density，PSD）负责大脑信号的处理和传递（图1B）。PSD蛋白编码基因突变是导致自闭症、精神分裂症和智障等精神疾病的主要原因；

03

突触具有高度的可塑性，可以在几秒内改变其化学组成，进而发生形态改变（如神经棘头的增大/减小），这一特性与脑功能密切相关，但突触可塑性的分子机制目前尚不清楚。研究表明神经棘头的大小与PSD的尺寸，以及突触上谷氨酸受体的数目正相关。在不同的神经信号刺激下，PSD蛋白可发生组装/去组装；

04

PSD呈膜半包埋状态，一面接触质膜，另一面则直接接触胞质。目前尚不清楚这些没有物理隔断（如双层膜）的区室是如何自发形成并稳定存在的，更不用说其随着突触刺激信号改变组分，进而增大或缩小的调控机理。

图1. 神经突触为高度区室化的微反应器，突触后致密层PSD是由多结构域支架蛋白构建的传递神经信号的复杂蛋白网络。【1,3】

张明杰教授（香港科技大学教授，中国科学院院士）课题组长期研究神经极性建立与维持、神经信号传递过程中关键支架蛋白的结构与功能，特别是针对突触后致密层PSD中包含PDZ、GK等结构域的主要支架蛋白(如PSD-95, GKAP, Shank, Homer等)，开展了系统深入的研究工作【2，3】。这些多结构域支架蛋白通过相互作用、招募其他蛋白形成高度聚集、复杂的蛋白作用网络，一端连接膜上的离子通道/受体，另一端连接细胞骨架，从而特异高效地调控神经信号传递，并与突触的形态关联在一起（图1C）。由于PSD蛋白网络的复杂性，早期张老师实验室的策略是以模块化的形式将蛋白网络分割成单一的蛋白作用对，进而研究其在溶液中的相互作用机理，解析其复合物结构，最后将该蛋白作用对添加至PSD蛋白网络。该方案是理解PSD形成机理的关键中间步骤，但其局限也是显而易见的，因为在体PSD中蛋白质高度聚集，外观呈半固体或凝胶状，显然不是体外研究中类流体的稀释液状态。

研究方案的改进来自一次意外迸发的灵感。张老师组曾梦龙博士偶然发现PSD中高丰度表达的两个蛋白PSD-95与SynGAP，在体外较高浓度下（远高于其生理浓度）可以发生液-液相分离(liquid-liquid phase separation，LLPS)进而形成高度浓缩的PSD-95/SynGAP聚集体。重要地是，引起自闭症的SynGAP或PSD-95功能缺陷突变可改变PSD-95/SynGAP浓缩相的形成以及神经元的突触信号活性。该研究于2016年发表于Cell【4】。

近几年，生物大分子的相分离研究呈现一个井喷的态势，多种重要的无膜细胞器以及质膜下的信号传导复合体的形成相继被证实由特定组分的相分离过程所驱动，多种人类疾病如神经退行性疾病也与生物大分子的相变密切相关【5-7】。结合PSD-95/SynGAP研究工作，以及突触的特性，他们推测突触中高丰度表达的多结构域支架蛋白，通过结合膜锚定的离子通道/受体，可能也可以发生液-液相分离进而自发形成类似PSD的蛋白聚集体。

通过体外重组方法，他们证实了这一猜想，相关工作以Reconstituted postsynaptic density as a molecular platform for understanding synapse formation and plasticity为题发表在最新一期Cell杂志上【8】。

主要发现点如下：

01

PSD主要支架蛋白PSD-95, GKAP, Shank和Homer 在混合后可以发生相分离进而自发组装形成蛋白高度聚集的PSD浓缩相，每个蛋白可以在该浓缩相及周围溶液中发生快速的动态交换。这些支架蛋白间的多位点作用模式可以显著降低发生相分离的蛋白浓度阈值至生理浓度(~ 1μM)；

02

该PSD浓缩相具有高选择性，可以进一步聚集谷氨酸受体（如NMDA受体）和突触活性调节酶（如SynGAP），并通过招募聚集G-actin、cortactin促进肌动蛋白束形成。重要的是，该浓缩相可以选择性地驱逐Gephyrin，一个重要的抑制性突触支架蛋白的进入（图2），这可能是决定突触性质（兴奋性/抑制性）的重要因素；

03

该PSD浓缩相中蛋白组分越多，分离相越固化。由此可以推测，在体条件下神经元中PSD聚集体的多位点模式比体外系统高的多，应该趋于凝胶状甚至玻璃状结构，与电镜观测结果类似；

04

发展出一种利用共聚焦显微镜成像技术精确测定分离相中蛋白浓度的方法。进而发现浓缩相中蛋白的浓度存在一个上限，到达该浓度后继续增加溶液中蛋白只会使浓缩相体积变大，而内部蛋白浓度基本不会再增加；

05

PSD相分离在双层膜结构中仍然可以发生，此时相分离发生的蛋白浓度更低，而分离相的形状变得不规则，形成网状结构，类似神经元中PSD的形状；

06

该PSD类似结构呈现蛋白网络性质，可以被模拟神经元活动协同调控。发现Homer1a可以通过与Homer3竞争结合Shank3 ，抑制相分离介导的PSD类结构的形成，该数据完美吻合小鼠睡眠过程中因Homer1a过表达引起的PSD尺寸变小【9-10】。

图2. 蛋白质相分离介导的PSD形成与动态调节。【8】

这项工作提示神经元中高度致密的PSD很可能通过特异蛋白的相分离自发形成并稳定存在。该相分离介导的PSD类似结构具有与均一溶液相大相径庭的特性，却刚好契合突触的功能，对于理解突触的建立、维持与动态调节具有重要的指导意义。尽管该体外重组的PSD类结构仅包含几个组分，但作为一个简易有效的分子平台，可以与在体实验相结合，进一步探索PSD其他组分调控PSD动态组装的功能。

论文共同第一作者曾梦龙博士（左）与Xudong Chen博士（右），通讯作者张明杰院士（中）

参考文献

1. Feng, Z., Zeng, M., Chen, X., and Zhang, M. (2018). Neuronal Synapses: Microscale Signal Processing Machineries Formed by Phase Separation?  Biochemistry 57, 2530-2539.

2. Feng, W., and Zhang, M. (2009). Organization and dynamics of PDZ-domain-related supramodules in the postsynaptic density. Nature reviews Neuroscience 10, 87-99.

3. Zhu, J., Shang, Y., and Zhang, M. (2016). Mechanistic basis of MAGUK-organized complexes in synaptic development and signalling. Nature reviews Neuroscience 17, 209-223.

4. Zeng, M., Shang, Y., Araki, Y., Guo, T., Huganir, R.L., and Zhang, M. (2016). Phase Transition in Postsynaptic Densities Underlies Formation of Synaptic Complexes and Synaptic Plasticity. Cell 166, 1163-1175.

5. Alberti, S. (2017). The wisdom of crowds: regulating cell function through condensed states of living matter. Journal of cell science 130, 2789-2796.

6. Banani, S.F., Lee, H.O., Hyman, A.A., and Rosen, M.K. (2017). Biomolecular condensates: organizers of cellular biochemistry. Nature reviews Molecular cell biology 18, 285-298.

7. Shin, Y., and Brangwynne, C.P. (2017). Liquid phase condensation in cell physiology and disease. Science 357.

8. Zeng, M., Chen, X., Guan, D., Xu, J., Wu, H., Tong, P., and Zhang, M. (2018). Reconstituted Postsynaptic Density as a Molecular Platform for Understanding Synapse Formation and Plasticity. Cell 174, https://doi.org/10.1016/j.cell.2018.06.047.

9. de Vivo, L., Bellesi, M., Marshall, W., Bushong, E.A., Ellisman, M.H., Tononi, G., and Cirelli, C. (2017). Ultrastructural evidence for synaptic scaling across the wake/sleep cycle. Science 355, 507-510.

10. Diering, G.H., Nirujogi, R.S., Roth, R.H., Worley, P.F., Pandey, A., and Huganir, R.L. (2017). Homer1a drives homeostatic scaling-down of excitatory synapses during sleep. Science 355, 511-515.

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