基因编辑小鼠——基因型鉴定
目前采用的小鼠基因型鉴定方法有Southern blot和聚合酶链式反应（PCR）方法。
southern杂交虽然准确度较高，但是其实验步骤复杂、实验周期长，且花费较高；
PCR方法因其具有快速、灵敏、费用低等特点，逐渐取代了传统的Southern杂交，被广泛应用于对基因编辑小鼠基因型鉴定的实验中。
一般而言，针对不同基因修饰类型的小鼠,需要设计不同的引物来进行鉴定。
这种突变类型的小鼠往往缺失碱基数目达到100bp以上，针对这一类型的突变，我们可以通过设计两对引物来检测基因型：
①在突变区域两端设计PCR引物，使突变区域位于扩增片段内。由于缺失的DNA片段一般有成百甚至上千个碱基，这样可以通过PCR产物大小来区分突变型和野生型小鼠基因型（如图1所示，突变型扩增片段较野生型少150bp）；
②设计时至少一个引物位于突变区域内，由于突变型小鼠该区域DNA已经缺失，因此纯合突变小鼠理论上不能扩增出相应条带，而杂合子虽能扩增出条带，但凝胶电泳检测后条带相对较弱（此方法一般只用于鉴定纯合突变小鼠基因型）；
③仍然使用①中的引物，同时在突变区域内存在特异性酶切位点，可通过PCR扩增后再进行酶切。而突变小鼠由于酶切位点的缺失，导致酶切后的电泳图谱与野生型有差异，这样也可以区分基因型。
该类型的基因突变由于突变碱基数较少，通常不能直接通过PCR产物大小来判断。在鉴定小鼠基因型时一般在突变区域两端设计引物，扩增300—800bp DNA片段。如果突变刚好发生在野生型的酶切位点上，可通过酶切PCR产物后的图谱分析基因型。
如图2，突变型由于EcoRI位点改变，不能被EcoRI切割，因此带条较能切割的野生型更大；若突变未在酶切位点，则需要将扩增的DNA片段进行基因测序，测序引物为扩增该片段的一条引物。
如图测序结果显示有碱基插入或缺失（indels）则导致突变位置后出现套峰，而如果只是单碱基突变则只会在对应位点出现套峰。图2展示的测序峰图均为杂合突变体，若是纯合突变，则只需要直接比对序列差异即可。
这一类型的基因修饰是基因型鉴定中较为重要的部分，因为相对前两种类型的基因突变，大片段DNA插入检测难度相对更大。针对该类型的基因型鉴定，首先需要设计2—3对引物（防止假阳性），每对引物必须一个位于插入序列上，另一个位于同源臂以外的基因组序列上（图3）。
如图3所示，使用L1/R1和L2/R2两对引物进行PCR扩增，理论上只有外源DNA序列正确插入后才能扩增出条带，即只有突变体有条带，而野生型则不会扩增出目的条带。最后将扩增出的条带进行测序鉴定，检测是否符合理论预期。
同时也可以设计一对引物，位于插入序列同源臂以外的两侧基因组序列，然后进行PCR扩增。突变型小鼠由于插入了外源DNA序列，扩增的DAN片段应该明显大于野生型扩增片段，可以通过凝胶电泳进行判断。
以上为大家介绍了利用PCR方法鉴定常见的突变小鼠基因型鉴定方法。当然，在此之前应该先取待鉴定小鼠的少许组织（如脚趾、尾巴等）以提取基因组，并严格编号。
鉴于动物伦理管理规范及实验经验，剪脚趾及剪尾工作应在出生后7—12天内完成，这样一方面既可避免母鼠吃崽现象，同时该时段的小鼠容易抓取，体毛尚未生长且出血较少，所提取的基因组质量较高。
待小鼠成长至7天左右，剪取小鼠脚趾（或尾巴、耳廓等组织），放入1.5ml洁净离心管中；
按500μl裂解液+5μl蛋白酶K的比例，配制组织消化液；
加500μl消化液至离心管中，同时离心使小鼠脚趾沉淀至管底；
55℃放置5 hours,使之充分消化，然后取出短暂离心；
加入等体积酚氯仿，混合均匀，12,000rpm离心5min；
吸出上清并丢弃，加入等体积三氯甲烷，轻轻混合均匀，并于4℃,12,000rpm离心10min；
吸尽上清，加2.5倍体积的无水乙醇和0.1倍体积的NaAC（3M，PH=5.2），-20℃放置30min；
取出后在4℃,12,000rpm离心5min，此时应观察到管底有白色沉淀产生；
同时除去液体（注意不要吸到白色沉淀），室温静置使乙醇充分干燥挥发，最后用灭菌纯水进行溶解，测定溶度；
基因组短期于4℃保存，长期保存于-20℃。
2. 模式动物系列（二）基因编辑鼠
2.3 sgRNA表达载体构建
2.6 小鼠基因型鉴定
2.7 小鼠保种方式（精子、胚胎冻存）
2.8 小鼠体外受精介绍
3. 模式动物系列（三）疾病动物模型
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