BMC Biology︱徐伟/刘爱忠揭示DNA甲基化谷在种子特异基因表达方面的作用机理

撰文︱徐伟，刘爱忠

责编︱王思珍 

种子既是植物繁殖延续的载体，也是人类粮食的主要来源。种子发育及其储藏物质累积的分子调控机理一直是植物学、农学和种子生物学研究的核心内容之一。近年来，人们已经鉴别了大量控制种子发育的关键基因和调控因子，但关于这些关键因子是如何在种子中被特异被激活的，从而参与种子发育和储藏物质累积，其分子机制尚不十分清楚。DNA甲基化作为一种重要的表观修饰，主要参与转座子沉默和基因的表达调控，在植物生长发育中发挥着重要的调控作用。长期以来，人们主要关注DNA甲基化区域的调控功能，如转座子甲基化、基因甲基化（gene body methylation，gbM）以及启动子甲基化（如CG/CHH甲基化岛），而忽略了对DNA甲基化化谷（DNA methylation valley，DMV）或者未甲基化区域（unmethylated region，UMR）的研究，对DMV在植物发育中的生物学意义和调控作用至今知之甚少。

蓖麻（castor bean）一直是种子生物学研究的模式植物，同时也是世界重要的油料作物之一，起源于热带东非（埃塞俄比亚和肯尼亚）[1].。中国科学院昆明植物研究所的徐伟和西南林业大学的刘爱忠研究团队长期以蓖麻种子为研究对象，系统深入地解析了表观遗传因子如DNA甲基化、组蛋白修饰、非编码RNA（small RNA和lncRNAs）、基因组印记等在蓖麻胚乳发育和储藏物质累积中的作用[2-5]。研究结果为理解种子形成、胚乳发育和储藏物质累积的调控机制提供了新的认识，并为蓖麻及胚乳型种子作物的遗传育种提供理论和技术支撑。前期的研究表明，蓖麻胚乳基因组的未/低甲基化区域（DMV）能显著促进胚乳发育和储藏物质累积关键基因的表达[3]，表明DMV可能对于种子发育和物质累积具有重要作用。最近，人们也在动植物基因组中发现DMV对胚胎发育关键基因的表达具有重要的调控作用[6,7]。

2022年3月1日，徐伟和刘爱忠研究团队在国际期刊BMC Biology上发表了一篇题为“Epigenetic regulation of seed-specific gene expression by DNA methylation valleys in castor bean”的研究论文。文章解析了DNA甲基化谷（DMV）在植物不同类群以及发育阶段的保守性，揭示出DMV与种子特异基因的表观调控机制。

作者首先对蓖麻整个发育阶段的16个组织，包括不同发育阶段的种子，进行了高通量转录测序（RNA-seq）（图1A），鉴别了1162个种子特异表达基因（图1B）。根据种子特异基因的表达谱，蓖麻种子发育被特征化为三个主要阶段：早期发育阶段，主要涉及胚乳的细胞化和细胞壁的生物合成，已知调控胚乳细胞化的关键转录因子如AGL61、AGL62和AGL80在此阶段特异表达；中期发育阶段，主要涉及胚的发育和油脂合成，关键转录因子如LEC1、LEC2、FUS2和WRI1和油脂合成基因如FAH12（蓖麻油酸合成关键基因）在此阶段特异表达；后期发育阶段，主要涉及储藏蛋白和种子脱水成熟过程，关键转录因子如ABI3和储藏蛋白如Ricin（蓖麻特有的毒蛋白）在此阶段特异表达。

图1：蓖麻转录组测序组织样本和组织特异表达基因

（图源：Han B, et al., BMC Biology, 2022）

这些种子特异基因是如何在种子中被特异地激活的呢？或者它们在营养发育阶段是如何被抑制的？如前所述，研究表明DMV对胚胎发育关键基因的表达具有重要的调控作用[6,7]。因此，作者对蓖麻不同组织如嫩叶、根、胚乳和胚进行了全基因组甲基化测序和分析，鉴别了32567个DMVs，占了蓖麻基因组33%的区域。重要的是，作者们发现DMV在不同组织和发育阶段，甚至物种间具有高的保守性，表明DMV在植物中具有广泛的生物学意义。进一步分析发现，大部分种子特异基因（66%）都位于基因组DMV中，其中包括已知的调控种子发育、胚乳细胞化和物质累积的关键转录因子（如AGL61/62/80、LEC1、LEC2、ABI3和WRI1）以及储藏物质合成关键基因（特别是参与蓖麻油酸合成的关键酶基因FAH12和蓖麻毒蛋白基因Ricin）（图2）。与之相反，绝大部分组成性表达的基因伴随着基因本体甲基化（gbM），揭示出DMV和gbM对基因表达调控的分化。

图2：蓖麻基因组DMV上的组蛋白修饰重排对种子发育和储藏物质累积关键基因的表达调控

（图源：Han B, et al., BMC Biology, 2022）

然而，DMV作为一个未甲基化区域，不能够直接参与基因的表达调控，推测DMV区域可能为组蛋白的修饰提供了基因组空间。通过对蓖麻嫩叶和胚乳进行不同组蛋白修饰的ChIP-seq测序和分析，作者们发现绝大部分组蛋白修饰位点（90%）主要发生在DMV中（图3A），且组成性表达的基因在叶片和胚乳间具有类似的组蛋白修饰丰度，而种子特异表达的基因在叶片和胚乳间具有完全不同的组蛋白修饰（图3B），表明DMV区域内组蛋白修饰的重排对种子特异基因的表达具有重要调控作用。具体来讲，在叶片中，种子特异表达基因主要被抑制性组蛋白修饰（H3K27me3）所占据，而在种子形成过程中，抑制性组蛋白修饰的丰度显著下降，伴随着激活性组蛋白修饰（H3K436me3、H3K9ac、H3K27ac和H3K4me3）丰度的显著升高，调控了种子关键基因的特异表达（图2和图3B）。

图3：DMV区域内组蛋白修饰的重排对种子特异基因的表达调控。

（图源：Han B, et al., BMC Biology, 2022）

除此之外，作者们也鉴别到了大量远端DMV（位于基因间隔区的DMV，distal DMV），它们的调控作用和功能尚不清楚。通过分析远端DMV区域组蛋白修饰的特征，发现H3K27ac和H3K27me3主要富集在这些远端DMV区间（图4A）。其中，H3K27ac通常被认为是基因组增强子的主要特征，推测远端DMV可能具有增强子激活。进一步的实验分析（双荧光素酶实验）证实部分远端DMV能够发挥增强子活性，激活下游种子特异基因的表达（图4B-D）。

图4：远端DMV对蓖麻种子特异基因的表达调控作用。（A）组蛋白修饰在远端DMV上的富集丰度；（B）组蛋白修饰在种子特异表达基因YAB1远端DMV上富集丰度变化；（C）双荧光素酶载体的构建；（D）双荧光素酶（LUC/REN）实验验证远端DMV的增强子活性。

（图源：Han B, et al., BMC Biology, 2022）

文章结论与讨论，启发与展望

DNA甲基化化谷（DMVs）在组织和发育阶段，甚至物种间具有高的保守性，且与种子特异基因的表达有关。研究发现，绝大部分组蛋白修饰位点（90%）主要发生在DMV中，且在营养阶段向繁殖阶段的转变过程中，DMV区域内组蛋白修饰的重排对种子特异基因的表达是关键的。此外，远端DMV能够作为增强子激活下游基因的表达。该研究崭新地揭示了植物基因组新的表观特征DMV与基因的表达以及组蛋白修饰重排的关系，为理解种子形成、胚乳发育和储藏物质累积的调控机制提供了新的认识。

长期以来，人们对基因本体甲基化（gbM）与基因的表达关系比较明确（与组成性基因的表达有关），而对未甲基化区域（DMV）与基因表达的关系知之甚少，该研究揭示出DMV可能与组织特异基因的表达有关。gbM和DMV可能是植物基因组中重要的两个表观特征，界定了基因的表达模式，通过对植物不同类群基因组gbM和DMV的广泛研究，将为理解它们的进化和存在的生物学意义提供新的见解。然而，目前关于植物DMV是如何建立和维持的，其起源和演化过程尚不清楚，有待进一步深入研究。

原文链接：https://bmcbiol.biomedcentral.com/articles/10.1186/s12915-022-01259-6

中国科学院昆明植物研究所博士后韩冰和博士研究生吴迪为论文共同第一作者，中国科学院昆明植物研究所徐伟副研究员和西南林业大学刘爱忠教授为论文共同通讯作者。该研究主要依托国家重大科技基础设施“中国西南野生生物种质资源库”， 得到了国家自然科学基金，中国科学院青年促进会等项目的支持。

第一作者韩冰（左一）、吴迪（左二）；通讯作者徐伟（右二）、刘爱忠（右一）

（照片提供自刘爱忠和徐伟研究团队）

刘爱忠和徐伟研究团队研究方向：

刘爱忠和徐伟研究团队集中解析重要油料作物种子发育和储藏油脂累积（特别是一些特殊脂肪酸）的遗传和表观调控机制。取得了一系列具有重要科学价值和广阔应用前景的原创性成果。研究成果发表在‍‍‍‍‍‍‍‍‍Nucleic Acids Reseach、Genome Biology、Plant Physiology、Plant Journal、BMC biology、Genetics‍‍‍‍‍‍‍‍‍等国际著名期刊上。团队目前招聘与表观遗传学、生物信息学和基因编辑有关的博士后和工作人员，欢迎感兴趣的的同学请联系：徐伟副研究员（[e-mail]）或者刘爱忠教授（[e-mail]）

课题组研究领域与兴趣：

1. 种子/胚乳发育和储藏物质累积

2. 植物表观调控（DNA甲基化、组蛋白修饰、基因组印记）

3. 植物群体遗传与适应性进化（GWAS）

往期文章精选

参考文献（上下滑动查看）  

[1] Xu W, Wu D, Yang T, Sun C, Wang Z, Han B, Wu S, Yu A, Chapman MA, Muraguri S, Tan Q, Wang W, Bao Z, Liu A, Li DZ. 2021. Genomic insights into the origin, domestication and genetic basis of agronomic traits of castor bean. Genome Biology, 22:113.

[2] Xu W, Dai M, Li F, Liu A. 2014. Genomic imprinting, methylation and parent-of-origin effects in reciprocal hybrid endosperm of castor bean. Nucleic Acids Research, 42:6987–6998.

[3] Xu W, Yang T, Dong X, Li DZ, Liu A. 2016. Genomic DNA Methylation Analyses Reveal the Distinct Profiles in Castor Bean Seeds with Persistent Endosperms. Plant Physiology, 171:1242–1258.

[4] Xu W, Yang T, Wang B, Han B, Zhou H, Wang Y, Li DZ, Liu A*. 2018. Differential expression networks and inheritance patterns of long non-coding RNAs in castor bean seeds. Plant Journal, 95:324–340.

[5] Han B, Wu D, Zhang, Y, Li DZ, Xu W*, Liu A. 2022. Epigenetic regulation of seed-specific gene expression by DNA methylation valleys in castor bean. BMC Biology, 20:57.

[6] Chen M, Lin JY, Hur J, Pelletier JM, Baden R, Pellegrini M, et al. 2018. Seed genome hypomethylated regions are enriched in transcription factor genes. Proc Natl Acad Sci USA, 115:8315–8322.

[7] Li Y, Zheng H, Wang Q, Zhou C, Wei L, Liu X, et al. 2018. Genome-wide analyses reveal a role of Polycomb in promoting hypomethylation of DNA methylation valleys. Genome Biololy, 19:18.

制版︱王思珍

本文完