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STAR Protocols︱巫凌刚团队提出新型实时可视化方案观测活细胞内胞吞胞吐的膜动态变化

韩素娥 逻辑神经科学 2023-03-10


撰文︱韩素娥

责编︱王思珍

编辑︱查佳雪


胞吞作用(endocytosis)是指细胞通过质膜内陷来包裹质膜上的物质或者胞外物质,并将其转运到细胞内部的过程。在胞吞过程中,细胞膜会内陷、发生形变,最终形成球形囊泡,从质膜上分离脱落下来进入细胞浆。相反,胞吐作用(exocytosis)是指细胞内囊泡与细胞膜融合,在融合蛋白的帮助下,将细胞内的物质释放到细胞外的过程。作为细胞的基本生理功能,胞吞和胞吐在多种生物学活动如物质吸收与分泌、神经递质传递、病毒感染、细胞受体与配体的转运等过程中发挥着至关重要的作用[1]胞吐涉及到膜融合(membrane fusion)和融合孔(fusion pore)的开放,而胞吞涉及到膜分离(membrane fission),胞吞与扁平的细胞膜转变为椭圆或圆形的囊泡过程有关。胞吞和胞吐是细胞生命活动中不可或缺的组成部分,二者时刻处在一种高度动态的平衡之中。


在胞吞和胞吐过程中,膜动态(membrane dynamics)及其调控过程一直是领域内密切关注的问题。传统的研究方法通常采用单一的电容记录,或者电子显微镜成像,间接推测细胞膜及融合孔的动态变化过程[2-4]然而,正所谓眼见为实,以往的方法无法将胞吞胞吐的动态过程进行实时可视化成像。无法亲眼看到膜动态过程,是深入研究多种胞吞模式、融合模式等膜动态及其调控机制的关键难点。尽管很多理论已被广泛提出和接受,但由于技术原因,这些理论过程仍然未曾通过成像系统在活细胞中实时观测到,因此尚未得到直接的证据证实。


近期,美国国立卫生研究院(NIH)巫凌刚教授团队在Cell旗下的STAR Protocols杂志在线发表了题为“Real-time visualization of exo- and endocytosis membrane dynamics with confocal and super-resolution microscopy”的研究方案论文,介绍了采用激光共聚焦和超高分辨率STED显微镜对活细胞的胞吞和胞吐过程进行实时可视化监测的方法。团队的郭小黎(Xiaoli Guo)和韩素娥(Sue Han)为论文共同第一作者。巫凌刚研究团队使用该方案研究胞吞和胞吐作用,直接观测到了细胞膜动态变化团队研究人员观察并证实了半融合中间体结构的存在,发现了融合孔动态调控机制,并且观察到扁平膜通过∧形、Ω形质膜转变为圆形囊泡的过程,从而建立了一系列崭新的膜转化理论系列研究工作已发表于期刊NatureCellNeuron[5-7]等国际高水平杂志。



此方案详细介绍了实时观测活细胞膜动态的实验步骤,包括全细胞膜片钳记录、激光共聚焦显微镜、超高分辨率受激发射损耗(STED)显微镜、电镜等技术。研究人员采用牛的活细胞(位于肾上腺髓质内的嗜铬细胞)作为研究对象,首先介绍了培养高质量神经内分泌细胞的详细步骤(图1)。相比于神经元,神经内分泌细胞囊泡较大(300 nm-600 nm),大于STED显微镜分辨率(60 nm),因此能够得到更高的成像信噪比,更易于进行实时成像观察。


图1 神经内分泌嗜铬细胞的原代培养

(图源:Guo, X.et al., STAR Protocols, 2022)


为了实时监测细胞膜的动态变化,研究人员建立了能够在显微镜下实时成像的三荧光标记系统:1)通过在活细胞内电转的方法表达能够定位于细胞膜的荧光蛋白mNeonGreen,从而标记细胞膜(PH-mNG);2)通过荧光递质FFN511 uptake来标记囊泡,从而观察递质释放;3)通过在浴液中加入染料(如A655)来标记细胞外液,从而实时观测融合孔的开放与关闭(图2)


图2 利用三种荧光系统标记细胞膜、细胞外液和递质囊泡

(图源:Guo, X.et al., STAR Protocols, 2022)


利用这一巧妙的标记方法,结合全细胞膜片钳(whole-cell patch-clamp)记录,研究人员阐述了如何通过在细胞底部进行共聚焦成像的方法,直接观察去极化刺激诱导胞吐过程中细胞膜的动态变化(图2)有趣的是,与传统研究提出的融合有“kiss-and-run”和“full-collapse”两种模式的教科书观点不同,本研究直接观察到了三种不同的分泌模式:1)保持融合(stay-fusion),囊泡与细胞膜融合后融合孔继续维持开放的状态;2)关闭融合(close-fusion),囊泡与细胞膜融合后融合孔关闭,相当于“kiss-and-run”模式;3)收缩融合(shrink-fusion),囊泡与细胞膜融合后逐渐缩小(图3)。此外,研究人员利用该技术也直接观察到了预先形成的Ω形质膜孔道关闭(preformed Ω closure)。


图3 激光共聚焦成像观测到三种膜融合模式和预先形成的Ω形质膜孔道关闭

(图源:Guo, X.et al., STAR Protocols, 2022)


这篇文章进一步介绍了如何采用超高分辨率受激发射损耗(STED)显微镜,观察胞吐过程中融合孔的动态变化。通过使用类似的荧光标记方法,并与电生理技术相结合,研究人员使用STED显微镜,在XZ平面上对活细胞进行实时成像。通过使用适合STED显微镜的荧光组合,标记细胞膜、囊泡或细胞外液,研究人员不仅可以观察去极化诱导的膜融合和递质释放过程,还能够实时观察融合孔的动态变化,包括融合孔的开放、关闭、收缩和扩张等行为(图4)。此技术的动态成像系统具有高度的时间和空间分辨率,活细胞成像的证据证实,融合孔的收缩与扩张是由钙离子浓度、动力蛋白(dynamin)、细胞膜张力、肌动蛋白(F-Actin)等共同调控的。利用这项技术,该课题组揭示了融合孔的调控机制,推翻了以往的亚稳态理论,并建立了一种新的膜动态转变理论,即动态融合孔调控理论[6]


图4 使用STED显微镜成像实时观测膜融合、递质释放和融合孔关闭

(图源:Guo, X.et al., STAR Protocols, 2022)


另外,研究人员也将同样的技术应用于对胞吞过程的实时观测中。研究发现:1)内吞过程中扁平膜(Flat)转变为圆形囊泡的过程需要经过∧形、Ω形质膜中间体的结构,即经历扁平膜到∧形质膜(Flat→∧)、∧形到Ω形质膜(∧→Ω)和Ω形到圆形囊泡(Ω→O)的过程(图5)。令人惊奇的是,在这一过程(Flat→∧→Ω→O)中,更多的圆形囊泡是从预先形成的Ω形质膜(pre-Ω)转换而来的,而不是传统观点认为的囊泡形成会经过从扁平膜起始的整个变化过程,即Flat→∧→Ω→O [7]


图5 STED显微镜实时观测细胞膜依次从扁平到∧形、Ω形和圆形囊泡(Flat→∧→Ω→O)的内吞过程

(图源:Guo, X.et al., STAR Protocols, 2022)


图6 实时观测胞吞胞吐过程中膜动态的方案流程图

(图源:Guo, X.et al., STAR Protocols, 2022)


文章结论与讨论,启发与展望
综上所述,巫凌刚教授团队利用该实验方案,系统和深入地研究了活细胞中胞吞胞吐的膜动态变化过程,推翻了以往广泛提出并接受却由于技术难度而无法证实的膜动态理论,并建立了新的理论。在这篇STAR Protocols文章中,研究人员系统描述了从神经内分泌细胞培养、电转和荧光标记、电生理记录,到激光共聚焦显微镜、超高分辨率STED显微镜和电镜等技术,并提出了实验中需要注意的技术细节、容易出现的相关问题及其解决方案。研究人员希望能够将此新方案与世界各地实验室的科研工作者进行探讨和共享,以便促进胞吞胞吐动态过程及其相关机制的研究进展。同时,实验人员也提出了该方案的局限性。例如,高强度的STED激光容易造成一定程度的光漂白和细胞毒性。由于神经囊泡太小(小于50 nm),超出目前STED显微镜的分辨率,使用现有方法尚无法直接观察到神经突触传递过程中的膜动态变化,需要进一步的技术突破来实现。

原文链接:https://star-protocols.cell.com/protocols/1655


美国国立卫生研究院的郭小黎博士(左三)和韩素娥博士(右四)为论文的共同第一作者,韩素娥博士和巫凌刚教授(右三)为论文的共同通讯作者。该工作获得NIH ZIA NS003009-16 (Ling-Gang Wu)和ZIA NS003105-11 (Ling-Gang Wu)基金支持。


郭小黎(左三),韩素娥(右四),巫凌刚教授(右三)

(照片提供自:巫凌刚实验室)


目前该实验室正在招聘博士后,欢迎有志者的申请。请发送个人简历到邮箱wul@ninds.nih.gov联系巫凌刚教授。更多实验室信息请访问主页:https://irp.nih.gov/pi/ling-gang-wu。


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参考文献(上下滑动阅读)  


1. Wu, L.G., Hamid, E., Shin, W. & Chiang, H.C. Exocytosis and endocytosis: modes, functions, and coupling mechanisms. Annu Rev Physiol 76, 301-331 (2014).

2. Alvarez de Toledo, G., Fernández-Chacón, R. & Fernández, J.M. Release of secretory products during transient vesicle fusion. Nature 363, 554-558 (1993).

3. Watanabe, S. et al. Ultrafast endocytosis at mouse hippocampal synapses. Nature 504, 242-247 (2013).

4. Watanabe, S. & Boucrot, E. Fast and ultrafast endocytosis. Curr Opin Cell Biol 47, 64-71 (2017).

5. Zhao, W.D. et al. Hemi-fused structure mediates and controls fusion and fission in live cells. Nature 534, 548-552 (2016).

6. Shin, W. et al. Visualization of Membrane Pore in Live Cells Reveals a Dynamic-Pore Theory Governing Fusion and Endocytosis. Cell 173, 934-945 e912 (2018).

7. Shin, W. et al. Preformed Omega-profile closure and kiss-and-run mediate endocytosis and diverse endocytic modes in neuroendocrine chromaffin cells. Neuron 109, 3119-3134 e3115 (2021).



本文完

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