Autophagy 综述︱李晓江团队评述线粒体自噬在体内和体外模型中的差异及研究进展
帕金森病（Parkinson disease，PD）是仅次于阿尔兹海默症的第二大种神经退行性疾病，每一千个人中约有1-2人发病。帕金森病的患病率随着年龄的增长而增加，60岁以上人群的患病率约为1%。其主要的神经病理学改变是在中脑黑质脑区中形成许多含有α-突触核蛋白（α-synuclein）的路易小体（Lewy body），并且黑质中的多巴胺能神经元大量丢失，进而表现出运动障碍，包括三大症状：震颤、僵直和运动迟缓[1]（最近修订的诊断标准排除了姿势不稳定作为第四个标志）。PD的致病因素复杂，遗传、环境、种族、甚至性别因素都会对PD的发病产生影响。根据致病原因PD可分为散发型和遗传型两大类，其中5-10%的病人是由于基因突变所导致的发病。目前已经报道了许多的基因其突变会造成PD，例如PINK1、PRKN、DJ1、LRRK2、SNCA、 VPS35、GBA等。但是目前PD的发病机制仍不清楚。
线粒体作为细胞的能量工厂参与细胞代谢、信号传导、分化、生长、凋亡和死亡等多个重要生理过程。线粒体受损时，可释放促凋亡因子造成细胞死亡。线粒体自噬（mitophagy）是指细胞通过自噬的机制选择性地清除受损的线粒体从而保护细胞。长期以来，PD被认为与线粒体损伤有关[2]，而PINK1作为一种线粒体膜蛋白，能够感受线粒体损伤，并被招募到受损的线粒体上激活下游的E3泛素连接酶PRKN和泛素，形成的复合物能够使受损的线粒体及时被溶酶体清除，从而保护神经细胞。此经典理论主要是根据大量体外实验所建立的。可是，PINK1在小鼠脑中很难被检测到，pink1敲除的小鼠无线粒体自噬功能改变也不能模拟病人脑中神经细胞死亡的病理特征[3-6]。因此，在体内的生理、病理情况下PINK1-PRKN如何调控线粒体自噬以及与PD的相关性仍不清楚。近年来，新的证据表明，非人灵长类大脑中PINK1的缺失会引起严重的神经细胞死亡但不会影响线粒体[7,8]。然而，关于PINK1-介导的线粒体自噬在体外实验与动物模型的体内实验之间的巨大差别及其潜在的机制仍缺乏系统的研究综述进行评价。因此，深入探讨并总结PINK1-PRKN调控的线粒体自噬在动物模型的体内研究与细胞模型的体外研究中的差异具有重要的意义。
2022年10月26日，暨南大学粤港澳中枢神经再生研究院的李晓江教授团队受邀在国际著名期刊Autophagy杂志上，在线发表了题为“PINK1-PRKN mediated mitophagy: differences between in vitro and in vivo model”的综述报道。暨南大学粤港澳中枢神经再生研究院李晓江团队博士生韩瑞为该文章的第一作者，杨伟莉研究员为本综述的通讯作者。作者着重比较了PINK1-PRKN介导的线粒体自噬在体外和体内模型之间存在的主要差异，并讨论了这些差异产生的原因，旨在了解 PINK1 在不同环境下是如何发挥其功能的，进而为研究PINK1、PRKN在灵长类大脑中的重要功能，探究两者突变造成PD发病的机制以及寻找可能的治疗策略提供新的研究思路。
急性暴露于1-甲基-4-苯基-1,2,3,6-四氢吡啶（1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine，MPTP）会引起帕金森症状以及多巴胺神经元的死亡[9]，并且其代谢产物MPP+作为一种线粒体复合物I抑制剂能够被选择性地被多巴胺能神经元吸收，并引起线粒体功能失调 [10-12]。该结果最先证实了PD的选择性神经退变与线粒体功能失调的关系。除了MPTP之外，其他的线粒体毒物，例如鱼藤酮、百草枯，都能够引起PD的患病风险升高[13-15]。在去世的PD病人的大脑中，存在许多线粒体功能失调相关的变化[16,17]。以上结论均支持多巴胺能神经元对于线粒体功能失调较为敏感，PD与线粒体功能失调之间存在强相关性的论点。
PINK1、PRKN是两大早发型帕金森病的致病基因，具有常染色隐性遗传的特点，两者突变造成的蛋白功能缺失会引发PD，然而致病机制并不明确，有一些研究认为与线粒体功能失调有关[18-20]。PINK1是一种线粒体的丝氨酸、苏氨酸激酶，PRKN是一种E3泛素连接酶。在果蝇的遗传学实验中发现，PRKN位于PINK1的下游[21-23]。后来，有生化分析发现两者具有感受线粒体受损进而招募泛素系统相关蛋白一起清除受损线粒体的功能。
在许多的细胞系以及小鼠胚胎成纤维细胞中加入线粒体刺激药物碳基氰化物-氯苯肼(carbonyl cyanide m-chlorophenyl hydrazone，CCCP)， 抗霉素A（antimycin A）或者鱼藤酮时，能够引起PINK1在线粒体外膜上的累积，再进一步招募PRKN并激活其E3泛素连接酶活性，之后与泛素一起将受损线粒体的蛋白进行泛素化，进一步转移到溶酶体中进行清除[19,24-28]。总之，这些结论表明PINK1具有保护线粒体功能失调的细胞免受环境刺激而引起凋亡的作用（图1）。
然而，在培养的小鼠皮层神经元中发现PINK1-PRKN介导的线粒体自噬是一个相当慢的过程，说明PINK1、PRKN调控线粒体自噬具有细胞类型依赖性。这可能是由于永生细胞的产能方式是糖酵解而神经细胞的产能方式是氧化磷酸化，两者对于线粒体的依赖程度不同导致引起线粒体自噬的方式不同，神经细胞中可能存在其他通路调控线粒体稳态。
图1 PINK1-PRKN介导的线粒体自噬的体外研究
（图源：Han R, et al., Autophagy, 2022）
体外实验存在许多局限性——包括外源性过表达PINK1、PRKN，或是通过给药的方式造成线粒体急性损伤，这些方法造模的结果与体内正常情况下的内源性蛋白表达水平不一致，也与生理、病理状况下的线粒体受胁迫的程度不一致。因此，对于PINK1-PRKN介导的线粒体自噬的研究急需合适的动物模型。实际上，早在2003年就有科学家在果蝇中证实了PINK1-PRKN可以协同调控线粒体的质量，PRKN缺失的果蝇表现出运动障碍、肌肉退化、线粒体功能失调的表型和病理变化[21]。后续果蝇的研究证实了PRKN与PINK1在一条通路上，并且PRKN位于PINK1的下游。果蝇中的一系列实验证明了PINK1-PRKN能够共同维持高耗能组织内的线粒体完整性[22,23]。虽然在体外实验以及果蝇实验中能够检测到PINK-PRKN介导的线粒体自噬，但是在哺乳动物大脑中是否存在这一作用是领域内需要回答的重要问题。于是，科学家们花了大量的精力建立了许多PINK1、PRKN敲除的啮齿类动物模型，然而小鼠模型均未表现出PD类似的运动障碍和神经元退变[3,4]。pink1 KO大鼠模型中有报道其表现出依赖于年龄的轻度的TH阳性神经元的丢失，但是其他研究中并未得到一致的结论[29,30]。借助于mito-QC以及mt-Keima报告系统的实验发现pink1、prkn缺失小鼠在线粒体自噬方面并未表现出明显的缺陷[5,6,31]。
因为小鼠模型不能模拟PD的神经元丢失的病理变化，在线粒体自噬方面也没有明显的改变，所以，研究人员考虑使用更为高等的大动物来建立PD模型。近年来，科学家们利用CRISPR/Cas9技术建立了PINK1/PRKN 敲除猪模型，但猪模型也未表现出明显的神经退变和运动障碍[32,33]。所以PINK1-PRKN缺失导致的病理变化可能具有极强的物种依赖性，这迫使科学家们利用非人灵长类动物建立PINK1、PRKN缺失的猴模型[35]。经过不懈的努力，作者团队利用CRISPR/Cas9技术建立了PINK1敲除的 PD 猴模型，发现胚胎期敲除PINK1的新生打靶猴出现严重的神经细胞死亡的特性 [34]，因此，PINK1突变猴脑中严重的神经元丢失与完全敲除pink1基因的小鼠模型中没有神经变性形成了鲜明的对比。重要的是，PINK1仅在灵长类大脑中表达，PINK1缺失并未造成猴脑中线粒体形态及代谢功能的改变，而是减少了一系列神经功能相关蛋白的磷酸化水平进而造成神经细胞死亡 [8]（图2）。因此，非人灵长类猴模型的建立对于研究PINK1在灵长类大脑中的功能及其缺失引发PD的神经病理机制有着十分重要的意义。
图2 PINK1的体内研究
（图源：Han R, et al., Autophagy, 2022）
体外模型通过加入线粒体毒物的方式引起线粒体膜电位的破坏，但是在体情况下是否有如此急性、过度的刺激呢？PD病程中随年龄而出现的神经退变可能与慢性的线粒体损伤有一定的联系。但是这种慢性积累的刺激是否会引起PINK1-PRKN介导的线粒体自噬仍不清楚。除此之外，在不同类型的细胞中，线粒体代谢功能和线粒体自噬的情况并不相同。例如，神经细胞主要依赖于氧化磷酸化来提供能量，当线粒体大量丢失时对细胞会造成致死的效应。而永生细胞一般来源于癌细胞，其依赖于糖酵解的方式供能，所以当出现大量线粒体丢失时，其耐受性较好。所以在永生细胞系中加CCCP药物诱导线粒体损伤的实验中，PRKN能够移位到线粒体上，而在培养的原代神经元中则难以检测到这样的变化[36,37]。更重要的是，内源性的PINK1在细胞系和小鼠体内无法被检测到，而在非人灵长类猴脑中具有特异且丰富的表达，并且发现PINK1在灵长类大脑中作为胞浆蛋白发挥着重要的激酶作用[8]。
PINK1-PRKN功能在体内和体外模型中的差异引出了许多重要的科学问题值得研究者们进一步解决。首先，为何PINK1在小鼠中无法检测到而在猴脑中有丰富的表达呢？PINK1 mRNA在不同物种中有着广泛而丰富的表达，所以或许是蛋白翻译或（和）蛋白稳定性水平上在不同物种中有着各自不同的调控方式，这一点有待于严谨的实验来研究。其次，PINK1-PRKN介导的线粒体自噬在病理状态下在体内发挥何种程度的功能？在灵长类动物大脑内，化学药物诱导线粒体损伤时，全长的PINK1是否会累积到线粒体上，胞浆的PINK1是如何作用的，这些问题都需要更深入的研究来解答。
在本篇综述中，作者着重比较了PINK1-PRKN介导的线粒体自噬在体外和体内模型之间存在的主要差异，并讨论了这些差异产生的原因，旨在了解 PINK1 在不同环境下是如何发挥其功能的，进而为研究PINK1、PRKN在灵长类大脑中的重要功能，探究两者突变造成PD发病的机制以及寻找可能的治疗策略提供了新的研究思路。同时，基于PINK1只在灵长类脑中表达的特征，作者指出非人灵长类猴是研究PINK1-PRKN的体内功能和作用机制的不可替代的重要动物模型。
原文链接：https://www.tandfonline.com/doi/full/10.1080/15548627.2022.2139080
韩瑞博士（左），杨伟莉研究员（右）
（照片提供自：暨南大学粤港澳中枢神经再生研究院李晓江课题组）
第一作者：韩瑞，暨南大学粤港澳中枢神经再生研究院在读博士生，2017年本科毕业于于山东师范大学生物科学系，2020年硕士毕业于暨南大学神经生物学专业。2020年加入李晓江教授课题组，主要研究方向为帕金森病的非人灵长类猴模型的建立及分子病理机制的研究。曾参与在Brain,Behavior, and Immunity，Autophagy, Protein Cell等权威期刊上发表SCI论文。
通讯作者：杨伟莉，博士，研究员。2017年1月获中国科学院遗传与发育生物学研究所博士学位，师从国际著名神经退行性疾病模型专家李晓江教授。随后2017年初进入暨南大学继续在李晓江课题组从事博士后研究，并于同年至加州大学洛杉矶分校（UCLA）访问交流一年；2018-2019年至美国Emory大学人类遗传学系访问交流。2019年9月加入暨南大学粤港澳中枢神经再生研究院。主要研究方向为重大神经退行性疾病（PD,AD等）动物模型的建立及分子病理机制研究。多年来主要参与利用基因打靶技术TALEN及CRISPR/Cas9建立重大神经退行性疾病猴模型，如参与创建出世界首例功能性敲除杜氏肌萎缩DMD基因猴模型，PINK1敲除、Parkin敲除的PD猴模型及小脑症猴模型等，并对其病理机制进行了深入研究。尤其通过PINK1敲除猴模型发现帕金森病的重要致病基因—PINK1激酶对灵长类大脑神经细胞存活至关重要，而不影响小鼠神经细胞存活。深入研究发现，PINK1激酶仅在灵长类脑中特异表达而在小鼠脑中表达较少，且PINK1激酶对灵长类大脑神经细胞存活具有非线粒体功能的其它重要作用，提示同一致病基因在不同物种中的功能及表达具有明显区别。主持国家自然科学基金面上项目，广东省自然面上项目，广东省重点领域研发计划课题骨干。以第一作者或通讯作者在CellResearch，Autophagy,Protein Cell ，Journalof Neuroscience, Molecular Neurodegeneration等权威期刊发表SCI论文十余篇；申请发明专利3项。
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[2] Keeney, P.M., et al., Parkinson's disease brain mitochondrialcomplex I has oxidatively damaged subunits and is functionallyimpaired and misassembled. J Neurosci, 2006. 26(19): p. 5256-64.
[3] Kitada, T., et al., Absence of nigral degeneration in agedparkin/DJ-1/PINK1 triple knockout mice. J Neurochem, 2009. 111(3): p.696-702.
[4] Dawson, T.M., H.S. Ko, and V.L. Dawson, Genetic animal models ofParkinson's disease. Neuron, 2010. 66(5): p. 646-61.
[5] McWilliams, T.G., et al., Basal Mitophagy Occurs Independently ofPINK1 in Mouse Tissues of High Metabolic Demand. Cell Metab, 2018.27(2): p. 439-449 e5.
[6] Lee, J.J., et al., Basal mitophagy is widespread in Drosophila butminimally affected by loss of Pink1 or parkin. J Cell Biol, 2018.217(5): p. 1613-1622.
[7] Yang, W., S. Li, and X.J. Li, A CRISPR monkey model unravels aunique function of PINK1 in primate brains. Mol Neurodegener, 2019.14(1): p. 17.
[8] Yang, W., et al., PINK1 kinase dysfunction triggersneurodegeneration in the primate brain without impactingmitochondrial homeostasis. Protein Cell, 2022. 13(1): p. 26-46.
[9] Langston, J.W., Epidemiology versus genetics in Parkinson's disease:progress in resolving an age-old debate. Ann Neurol, 1998. 44(3 Suppl1): p. S45-52.
[10] Javitch, J.A., et al., Parkinsonism-inducing neurotoxin,N-methyl-4-phenyl-1,2,3,6 -tetrahydropyridine: uptake of themetabolite N-methyl-4-phenylpyridine by dopamine neurons explainsselective toxicity. Proc Natl Acad Sci U S A, 1985. 82(7): p. 2173-7.
[11] Nicklas, W.J., I. Vyas, and R.E. Heikkila, Inhibition of NADH-linkedoxidation in brain mitochondria by 1-methyl-4-phenyl-pyridine, ametabolite of the neurotoxin,1-methyl-4-phenyl-1,2,5,6-tetrahydropyridine. Life Sci, 1985. 36(26):p. 2503-8.
[12] Ramsay, R.R. and T.P. Singer, Energy-dependent uptake ofN-methyl-4-phenylpyridinium, the neurotoxic metabolite of1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine, by mitochondria.Journal of Biological Chemistry, 1986. 261(17): p. 7585-7587.
[13] Liou, H.H., et al., Environmental risk factors and Parkinson'sdisease: a case-control study in Taiwan. Neurology, 1997. 48(6): p.1583-8.
[14] Tanner, C.M., et al., Rotenone, paraquat, and Parkinson's disease.Environ Health Perspect, 2011. 119(6): p. 866-72.
[15] Betarbet, R., et al., Chronic systemic pesticide exposure reproducesfeatures of Parkinson's disease. Nat Neurosci, 2000. 3(12): p.1301-6.
[16] Schapira, A.H., et al., Mitochondrial complex I deficiency inParkinson's disease. Lancet, 1989. 1(8649): p. 1269.
[17] Schapira, A.H., et al., Mitochondrial complex I deficiency inParkinson's disease. J Neurochem, 1990. 54(3): p. 823-7.
[18]McInerney-Leo,A., et al., Genetic testing in Parkinson's disease. Mov Disord, 2005.20(1): p. 1-10.
[19] Pickrell, A.M. and R.J. Youle, The roles of PINK1, parkin, andmitochondrial fidelity in Parkinson's disease. Neuron, 2015. 85(2):p. 257-73.
[20] Valente, E.M., et al., Hereditary early-onset Parkinson's diseasecaused by mutations in PINK1. Science, 2004. 304(5674): p. 1158-60.
[21] Greene, J.C., et al., Mitochondrial pathology and apoptotic muscledegeneration in Drosophila parkin mutants. Proc Natl Acad Sci U S A,2003. 100(7): p. 4078-83.
[22] Clark, I.E., et al., Drosophila pink1 is required for mitochondrialfunction and interacts genetically with parkin. Nature, 2006.441(7097): p. 1162-6.
[23] Park,J., et al., Mitochondrial dysfunction in Drosophila PINK1 mutants iscomplemented by parkin. Nature, 2006. 441(7097): p. 1157-61.
[24] Vives-Bauza,C. and S. Przedborski, PINK1 points Parkin to mitochondria.Autophagy, 2010. 6(5): p. 674-5.
[25] Narendra,D., et al., Parkin is recruited selectively to impaired mitochondriaand promotes their autophagy. J Cell Biol, 2008. 183(5): p. 795-803.
[26] Matsuda,N., et al., PINK1 stabilized by mitochondrial depolarization recruitsParkin to damaged mitochondria and activates latent Parkin formitophagy. J Cell Biol, 2010. 189(2): p. 211-21.
[27] Geisler,S., et al., PINK1/Parkin-mediated mitophagy is dependent on VDAC1 andp62/SQSTM1. Nat Cell Biol, 2010. 12(2): p. 119-31.
[28] Narendra,D.P. and R.J. Youle, Targeting mitochondrial dysfunction: role forPINK1 and Parkin in mitochondrial quality control. Antioxid RedoxSignal, 2011. 14(10): p. 1929-38.
[29] Dave,K.D., et al., Phenotypic characterization of recessive gene knockoutrat models of Parkinson's disease. Neurobiol Dis, 2014. 70: p.190-203.
[30] de Haas, R., et al., To be or not to be pink(1): contradictoryfindings in an animal model for Parkinson's disease. Brain Commun,2019. 1(1): p. fcz016.
[31] Liu, Y.T., et al., Mt-Keima detects PINK1-PRKN mitophagy in vivo withgreater sensitivity than mito-QC. Autophagy, 2021. 17(11): p.3753-3762.
[32] Wang,X., et al., One-step generation of triple gene-targeted pigs usingCRISPR/Cas9 system. Sci Rep, 2016. 6: p. 20620.
[33] Zhou,X., et al., Generation of CRISPR/Cas9-mediated gene-targeted pigs viasomatic cell nuclear transfer. Cell Mol Life Sci, 2015. 72(6): p.1175-84.
[34] Yang,W., et al., CRISPR/Cas9-mediated PINK1 deletion leads toneurodegeneration in rhesus monkeys. Cell Res, 2019. 29(4): p.334-336.
[35] Yin, P., et al., New pathogenic insights from large animal models ofneurodegenerative diseases. Protein Cell, 2022.
[36] Van Laar, V.S., et al., Bioenergetics of neurons inhibit thetranslocation response of Parkin following rapid mitochondrialdepolarization. Hum Mol Genet, 2011. 20(5): p. 927-40.
[37] Rakovic, A., et al., Phosphatase and tensin homolog (PTEN)-inducedputative kinase 1 (PINK1)-dependent ubiquitination of endogenousParkin attenuates mitophagy: study in human primary fibroblasts andinduced pluripotent stem cell-derived neurons. J Biol Chem, 2013.288(4): p. 2223-37.
本文完
[1] Tysnes OB, Storstein A. Epidemiology of Parkinson's disease. J NeuralTransm (Vienna). 2017 Aug;124(8):901-905. doi:10.1007/s00702-017-1686-y. Epub 2017 Feb 1. PMID: 28150045.
[2] Keeney, P.M., et al., Parkinson's disease brain mitochondrialcomplex I has oxidatively damaged subunits and is functionallyimpaired and misassembled. J Neurosci, 2006. 26(19): p. 5256-64.
[3] Kitada, T., et al., Absence of nigral degeneration in agedparkin/DJ-1/PINK1 triple knockout mice. J Neurochem, 2009. 111(3): p.696-702.
[4] Dawson, T.M., H.S. Ko, and V.L. Dawson, Genetic animal models ofParkinson's disease. Neuron, 2010. 66(5): p. 646-61.
[5] McWilliams, T.G., et al., Basal Mitophagy Occurs Independently ofPINK1 in Mouse Tissues of High Metabolic Demand. Cell Metab, 2018.27(2): p. 439-449 e5.
[6] Lee, J.J., et al., Basal mitophagy is widespread in Drosophila butminimally affected by loss of Pink1 or parkin. J Cell Biol, 2018.217(5): p. 1613-1622.
[7] Yang, W., S. Li, and X.J. Li, A CRISPR monkey model unravels aunique function of PINK1 in primate brains. Mol Neurodegener, 2019.14(1): p. 17.
[8] Yang, W., et al., PINK1 kinase dysfunction triggersneurodegeneration in the primate brain without impactingmitochondrial homeostasis. Protein Cell, 2022. 13(1): p. 26-46.
[9] Langston, J.W., Epidemiology versus genetics in Parkinson's disease:progress in resolving an age-old debate. Ann Neurol, 1998. 44(3 Suppl1): p. S45-52.
[10] Javitch, J.A., et al., Parkinsonism-inducing neurotoxin,N-methyl-4-phenyl-1,2,3,6 -tetrahydropyridine: uptake of themetabolite N-methyl-4-phenylpyridine by dopamine neurons explainsselective toxicity. Proc Natl Acad Sci U S A, 1985. 82(7): p. 2173-7.
[11] Nicklas, W.J., I. Vyas, and R.E. Heikkila, Inhibition of NADH-linkedoxidation in brain mitochondria by 1-methyl-4-phenyl-pyridine, ametabolite of the neurotoxin,1-methyl-4-phenyl-1,2,5,6-tetrahydropyridine. Life Sci, 1985. 36(26):p. 2503-8.
[12] Ramsay, R.R. and T.P. Singer, Energy-dependent uptake ofN-methyl-4-phenylpyridinium, the neurotoxic metabolite of1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine, by mitochondria.Journal of Biological Chemistry, 1986. 261(17): p. 7585-7587.
[13] Liou, H.H., et al., Environmental risk factors and Parkinson'sdisease: a case-control study in Taiwan. Neurology, 1997. 48(6): p.1583-8.
[14] Tanner, C.M., et al., Rotenone, paraquat, and Parkinson's disease.Environ Health Perspect, 2011. 119(6): p. 866-72.
[15] Betarbet, R., et al., Chronic systemic pesticide exposure reproducesfeatures of Parkinson's disease. Nat Neurosci, 2000. 3(12): p.1301-6.
[16] Schapira, A.H., et al., Mitochondrial complex I deficiency inParkinson's disease. Lancet, 1989. 1(8649): p. 1269.
[17] Schapira, A.H., et al., Mitochondrial complex I deficiency inParkinson's disease. J Neurochem, 1990. 54(3): p. 823-7.
[18]McInerney-Leo,A., et al., Genetic testing in Parkinson's disease. Mov Disord, 2005.20(1): p. 1-10.
[19] Pickrell, A.M. and R.J. Youle, The roles of PINK1, parkin, andmitochondrial fidelity in Parkinson's disease. Neuron, 2015. 85(2):p. 257-73.
[20] Valente, E.M., et al., Hereditary early-onset Parkinson's diseasecaused by mutations in PINK1. Science, 2004. 304(5674): p. 1158-60.
[21] Greene, J.C., et al., Mitochondrial pathology and apoptotic muscledegeneration in Drosophila parkin mutants. Proc Natl Acad Sci U S A,2003. 100(7): p. 4078-83.
[22] Clark, I.E., et al., Drosophila pink1 is required for mitochondrialfunction and interacts genetically with parkin. Nature, 2006.441(7097): p. 1162-6.
[23] Park,J., et al., Mitochondrial dysfunction in Drosophila PINK1 mutants iscomplemented by parkin. Nature, 2006. 441(7097): p. 1157-61.
[24] Vives-Bauza,C. and S. Przedborski, PINK1 points Parkin to mitochondria.Autophagy, 2010. 6(5): p. 674-5.
[25] Narendra,D., et al., Parkin is recruited selectively to impaired mitochondriaand promotes their autophagy. J Cell Biol, 2008. 183(5): p. 795-803.
[26] Matsuda,N., et al., PINK1 stabilized by mitochondrial depolarization recruitsParkin to damaged mitochondria and activates latent Parkin formitophagy. J Cell Biol, 2010. 189(2): p. 211-21.
[27] Geisler,S., et al., PINK1/Parkin-mediated mitophagy is dependent on VDAC1 andp62/SQSTM1. Nat Cell Biol, 2010. 12(2): p. 119-31.
[28] Narendra,D.P. and R.J. Youle, Targeting mitochondrial dysfunction: role forPINK1 and Parkin in mitochondrial quality control. Antioxid RedoxSignal, 2011. 14(10): p. 1929-38.
[29] Dave,K.D., et al., Phenotypic characterization of recessive gene knockoutrat models of Parkinson's disease. Neurobiol Dis, 2014. 70: p.190-203.
[30] de Haas, R., et al., To be or not to be pink(1): contradictoryfindings in an animal model for Parkinson's disease. Brain Commun,2019. 1(1): p. fcz016.
[31] Liu, Y.T., et al., Mt-Keima detects PINK1-PRKN mitophagy in vivo withgreater sensitivity than mito-QC. Autophagy, 2021. 17(11): p.3753-3762.
[32] Wang,X., et al., One-step generation of triple gene-targeted pigs usingCRISPR/Cas9 system. Sci Rep, 2016. 6: p. 20620.
[33] Zhou,X., et al., Generation of CRISPR/Cas9-mediated gene-targeted pigs viasomatic cell nuclear transfer. Cell Mol Life Sci, 2015. 72(6): p.1175-84.
[34] Yang,W., et al., CRISPR/Cas9-mediated PINK1 deletion leads toneurodegeneration in rhesus monkeys. Cell Res, 2019. 29(4): p.334-336.
[35] Yin, P., et al., New pathogenic insights from large animal models ofneurodegenerative diseases. Protein Cell, 2022.
[36] Van Laar, V.S., et al., Bioenergetics of neurons inhibit thetranslocation response of Parkin following rapid mitochondrialdepolarization. Hum Mol Genet, 2011. 20(5): p. 927-40.
[37] Rakovic, A., et al., Phosphatase and tensin homolog (PTEN)-inducedputative kinase 1 (PINK1)-dependent ubiquitination of endogenousParkin attenuates mitophagy: study in human primary fibroblasts andinduced pluripotent stem cell-derived neurons. J Biol Chem, 2013.288(4): p. 2223-37.
本文完